Dendriittisolupohjaisten rokotteiden mahdollisuudet moduloida tyypin 3 synnynnäisiä lymfoidisolupopulaatioita

Abstrakti:

Dendriittisolurokotteet (DC) ovat eräänlainen immunoterapia, joka perustuu DC:iden kommunikointiin immuunijärjestelmän muiden osien kanssa. DC:t ovat tehokkaita antigeeniä esitteleviä soluja, jotka osallistuvat synnynnäisten immuunivasteiden aktivoimiseen ja adaptiivisen immuniteetin kasvattamiseen, mikä tekee niistä ihanteellisia kohteita immunoterapialle. Synnynnäiset lymfoidisolut (ILC) tunnistetaan suhteellisen hiljattain immunologian alalla ja niillä on tärkeä rooli terveydessä ja sairauksissa. Tässä kuvatut tutkimukset tutkivat tyypin 3 ILC:iden (ILC3:t) ja DC:iden välistä kommunikaatiota käyttämällä DC-pohjaisen rokotuksen hiirimallia. Paikallisia ja systeemisiä muutoksia ILC3-populaatioissa havaittiin DC-rokotteen antamisen jälkeen, ja B16F10-melanoomasoluilla altistuksessa havaittiin muutoksia ILC3-populaatioissa keuhkoissa. DC:iden ja ILC3:n välisiä vuorovaikutuksia tulisi tutkia edelleen, jotta voidaan määrittää potentiaali, joka niiden kommunikaatiolla voi olla terveydessä, sairauksissa ja immuunihoitojen kehittämisessä.

cistanche tubulosa - parantaa immuunijärjestelmää

Avainsanat:

dendriittisolu (DC); tyypin 3 synnynnäinen lymfoidisolu (ILC3); synnynnäinen; viestintää

1. Esittely

Synnynnäiset lymfoidisolut (ILC) ovat heterogeeninen ryhmä leukosyyttejä, jotka ovat peräisin tavallisista lymfaattisista progenitorisoluista ja joilla on keskeisiä tehtäviä kudosten kehityksessä, korjaamisessa ja homeostaasissa. ILC:t on yhdistetty erilaisiin tulehduksellisiin sairauksiin, mukaan lukien tulehduksellinen suolistosairaus, psoriaasi, astma ja erilaiset autoimmuunisairaudet [1]. Ne jaetaan tyypillisesti kolmeen pääryhmään, tyyppi 1 (ILC1), tyyppi 2 (ILC2) ja tyyppi 3 (ILC3) transkriptiotekijöiden, sytokiiniprofiilien ja spesifisten fenotyyppimarkkerien ilmentymisen perusteella [2]. Luonnolliset tappajasolut (NK) ryhmitellään joskus ILC1-solujen alajoukoksi niiden samankaltaisuuksien vuoksi; NK-soluilla on kuitenkin osoitettu olevan erillisiä piirteitä ILC1-soluista, kuten transkriptiotekijän ilmentyminen ja sytolyyttinen aktiivisuus, jotka ovat erottaneet ne omaksi ILC-alatyypikseen [3]. Monet pitävät NK-soluja kuitenkin edelleen ILC1:n osajoukkona [4]. Samankaltaisten sytokiiniprofiilien, transkriptiotekijöiden ja immunologisten toimintojensa vuoksi ILC:t (NK-solut, ILC1:t, ILC2:t ja ILC3:t) katsotaan synnynnäisiksi vastineiksi adaptiivisen immuunijärjestelmän komponenteille, jotka heijastavat sytotoksisia T-lymfosyyttejä, Th1-, Th2- ja Th17-soluja. vastaavat vastaukset [4]. Toisin kuin T-solut, niistä puuttuu antigeenispesifisiä reseptoreita [5].

DC:t ovat synnynnäisiä leukosyyttejä, jotka ovat kriittisiä immuunivasteiden ja toleranssin induktiossa. Niillä on muodontunnistusreseptoreita, jotka tunnistavat patogeeneihin ja/tai vaurioihin liittyviä molekyylikuvioita ja ovat tehokkaimpia antigeeniä esitteleviä soluja [6]. Antigeenin esittelyn ja sytokiinierityksen kautta DC:t voivat sanella naiivien T-solujen kohtalon ja indusoida tulehdusta edistäviä vasteita tai immunosuppressiota. T-soluja voidaan kouluttaa tunnistamaan antigeeni vaaralliseksi ja hyökkäämään sitä vastaan ​​tai ei-vaaralliseksi ja ottamaan tolerogeenisen fenotyypin [6]. DC:t ovat myös mukana synnynnäisen immuniteetin aktivoinnissa sekä adaptiivisen immuniteetin kasvatuksessa. Suoran kosketuksen tai erilaisten sytokiinien ja liukoisten tekijöiden tuotannon kautta DC:t voivat aktivoida muita synnynnäisiä leukosyyttejä ja edistää synnynnäisiä immuunivasteita [7].

DC:iden voimaa on käytetty hyväksi immunoterapioissa, kuten DC-rokotteissa. DC-rokotteet valmistetaan eristämällä DC:t potilaasta tai eristämällä DC-prekursoreita ja johdettaessa DC:itä. Näitä DC:itä manipuloidaan ex vivo, mikä käsittää DC:iden kypsymisen immunogeenisellä tavalla. DC:t ovat myös täynnä spesifisiä antigeenejä, joita rokotteen tavoitteena on kehittää immunogeenisiä vasteita kohti [8]. DC-rokotteet ovat immunoterapeuttinen alusta, joka hyödyntää DC:iden kykyä kouluttaa adaptiivista immuunijärjestelmää indusoimaan antigeenispesifisiä vasteita, erityisesti antigeenispesifisiä sytotoksisia T-soluja. Siksi suurin osa DC-rokotetutkimuksesta on keskittynyt DC:iden kykyyn kouluttaa adaptiivista immuunijärjestelmää. Viime vuosina DC-solujen ja NK-solujen välisellä suhteella on kuitenkin osoitettu olevan voimakas vaikutus kasvainten vastaiseen immuniteettiin, mikä on ratkaisevan tärkeää DC-rokotteen tehokkuuden kannalta [9–11]. Tämä osoittaa tärkeän tarpeen tutkia muita DC:iden ja erilaisten synnynnäisten leukosyyttien välisiä suhteita ja vaikutusta, joka näillä yhteyksillä voi olla DC-rokotteiden tehokkuuteen. Koska NK-solut ovat osa ILC-perhettä ja koska ILC-solut ovat hyvin samankaltaisia ​​T-soluihin [5], tässä esitettyjen tutkimusten tavoitteena oli tutkia mahdollista suhdetta DC-solujen ja toisen ILC-perheen jäsenen, ILC3:n, välillä. Käytimme monosyyteistä johdettua DC (moDC) -rokotealustaa, jossa DC:t tuotettiin ex vivo hiiren luuytimen esiastesoluista. MoDC-rokotteet ovat yleisin DC-rokotteiden muoto, koska historiallisesti ne olivat helpoimpia valmistaa [12].

cistanche-edut miehille - vahvistavat immuunijärjestelmää

Napsauta tästä nähdäksesi Cistanche Enhance Immunity -tuotteet

【Kysy lisää】 Sähköposti:cindy.xue@wecistanche.com / Whats App: 0086 18599088692 / Wechat: 18599088692

ILC3:lla on tärkeitä tehtäviä suoliston homeostaasissa, immuniteetissa solunulkoisia bakteereja vastaan ​​ja lymfoidikudosten kehityksessä [5]. ILC3:t voidaan jakaa ryhmiin, jotka vaihtelevat pintamarkkereiden ilmentymisessä ja sytokiinituotannossa. Kuitenkin kaikki ILC3:t ilmaisevat ROR t [13]. Yksi ILC3-solujen alaryhmä on ILC3-lymfoidikudoksen indusoijasolut, jotka ovat tärkeitä organogeneesissä [14]. ILC3:t voidaan myös jakaa alaryhmiin luonnollisen sytotoksisuusreseptorin (NCR) ilmentymisen perusteella, joka hiirillä on NKp46:n ilmentyminen [15,16] ja ihmisillä se on NKp44 [17,18]. Siksi on olemassa NCR+- ja NCR-ILC3-malleja, joiden toiminnallisissa kapasiteeteissa ja fenotyyppisissä ominaisuuksissa on eroja. On esimerkiksi ehdotettu, että NCR+ ILC3:t tuottavat IL-22 mutta eivät IL-17, kun taas NCR− ILC3:t voivat tuottaa molempia sytokiinejä [19]. Fiancetten et al.:n hiljattain tekemässä tutkimuksessa NCR+ ILC3:n osoitettiin kuitenkin pystyvän tuottamaan pienen määrän IL-17 [20]. Rankin et ai. osoittivat hiirillä, että NCR+ ILC3:t vaativat transkriptiotekijän T-bet. Siksi NCR+/− ILC3:t voidaan erottaa NKp46:n ja T-bet-ekspression perusteella. Tässä kuvatuissa tutkimuksissa hiiren ILC3:t määriteltiin linjalla-CD45+DX5-ROR t +, jolloin NCR+ ILC3:t olivat myös T-bet+NKp46+ ja NCR-ILC3:t T-bet-NKp46. − (Taulukko 1 ja liite A kuvat A1–A3).

Taulukko 1. Virtaussytometria-analyysillä määritellyt ILC3-alajoukot.

Tämän tutkimuksen tavoitteena oli auttaa selvittämään, onko DC-rokotteiden ja ILC3-rokotteiden välillä yhteyttä ja niiden vuorovaikutuksen potentiaalia DC-immunoterapioissa. ILC3:lla on osoitettu olevan roolia erilaisissa sairauksissa ja syövissä, ja siksi niillä on potentiaalia erilaisissa immunoterapian yhteyksissä. ILC3:t ovat suhteellisen uusia immunologian alalla, ja sen seurauksena niiden vaikutuksia sairauksiin ja hoitoihin on tutkittu rajoitetusti. ILC3:t reagoivat ulkoisiin ärsykkeisiin, jotka sanelevat niiden toimintaa ja edistävätkö ne kasvainten etenemistä tai tukahduttamista [21,22]. Th17-solujen tapaan ILC3-soluilla on transkriptiotekijä ROR t ja ne tuottavat Th17-vastesytokiineja, kuten IL-17 ja IL-22. IL-22 on tärkeä suoliston bakteeri-infektioiden hallinnassa [16]. Bakteerien aiheuttaman paksusuolensyövän mallissa kuitenkin osoitettiin, että paksusuolen ILC:istä peräisin olevat IL-17 ja IL-22 vaikuttivat paksusuolensyövän kehittymiseen [23]. Lisäksi ILC3:t on korreloitu negatiivisten tulosten kanssa rintasyövissä [24]. Sitä vastoin on havaittu yhteys NCR+ ILC3:n ja tertiääristen lymfoidirakenteiden (TLS) ja parempien kliinisten tulosten välillä ei-pienisoluisissa keuhkosyövissä [18]. Lisäksi tuoreessa tutkimuksessa tutkittiin ILC3:ita paksusuolensyövässä. Tutkimuksessa havaittiin ILC1:n lisääntyminen ja ILC3:n lasku potilasnäytteissä resektoiduista paksusuolen ja peräsuolen kasvaimista verrattuna vastaaviin ei-pahanlaatuisiin viereisiin kudoksiin. RNA-sekvensointi ja transkription profilointi paljasti, että ILC3:illa on lisääntynyt plastisuus ja erilaiset toiminnalliset kapasiteetit kolorektaalisissa kasvaimissa verrattuna ei-pahanlaatuisiin kudoksiin. Mielenkiintoista on, että RNA-sekvensointi viittasi myös siihen, että kasvaimeen tunkeutuvilla ILC3:illa oli lisääntynyt plastisuus siirtyäkseen ILC1-fenotyyppiin. Tutkimuksessa havaittiin, että ILC3-vuorovaikutukset T-solujen kanssa tukivat tyypin I immuniteettia, ja kolorektaalisyövissä nämä vuorovaikutukset ovat rajallisia, mikä estää kasvainten vastaisia ​​vasteita. Tämä tukee ILC3:n tärkeää toimintoa kasvainten vastaisessa immuniteetissa. Kaiken kaikkiaan paperi osoitti ILC3:iden merkittävät roolit immunologisen homeostaasin ja paksusuolensyövän säätelyssä [25]. Siksi ILC3:lla katsotaan olevan kaksoisrooli terveydessä ja sairaudessa. Ne voivat edistää syövän etenemistä [23, 24, 26], mutta voivat myös edistää kasvainten vastaisia ​​vasteita [18, 25, 27, 28]. Niiden fenotyyppi ja vaikutus syöpään näyttävät olevan kontekstuaalisia, mikä viittaa mahdollisuuteen manipuloida ILC3:ita immunoterapian avulla, jotta saadaan fenotyyppi, joka auttaa syövän vastaisissa vasteissa sen sijaan, että tuettaisiin kasvaimen etenemistä. Näin ollen DC-pohjaiset rokotteet edustavat mahdollista menetelmää vaikuttaa kasvaimen mikroympäristöön manipuloimalla ILC-fenotyyppejä ja niiden sytokiinituotantoa, mikä mahdollistaisi immuunivasteen räätälöinnin olosuhteiden mukaan ja voisi olla hyödyllistä syöpätutkimuksessa.

Koska DC:iden ja ILC3:n välistä kommunikaatiota on tutkittu vain vähän, erityisesti DC-rokotusten yhteydessä, tässä kuvatut tutkimukset tutkivat muutoksia ILC3-populaatioissa DC-pohjaisen rokotteen antamisen jälkeen hiirille. Tässä artikkelissa havaittiin DC-pohjaisen rokotteen ja ILC3:n välistä kommunikaatiota, mikä osoitti rokotteen jatkuvan vaikutuksen kautta ILC3-vasteisiin vähintään 10 päivää immunisoinnin jälkeen.

cistanche tubulosa - parantaa immuunijärjestelmää

2. Tulokset

2.1. Sekä NCR+ että NCR− ILC3:n määrä lisääntyi paikallisessa tyhjentyvässä imusolmukkeessa DC-rokotteiden antamisen jälkeen 

DC-rokote valmistettiin erottamalla DC:t hiiren luuytimestä johdetuista soluista ex vivo. Näitä DC:itä stimuloitiin edistämään niiden kypsymistä, jotta ne saisivat immunogeenisen fenotyypin. DC:t ladattiin sitten peptidillä. Koska tämä tutkimus keskittyy kahden synnynnäisen leukosyytin, DC:n ja ILC3:n välisen viestinnän luonteeseen, rokotteen tuotantoon valittu peptidi oli tarkoituksella epäolennainen biologiselle mallillemme, jotta antigeenispesifiset T-solut eivät muodostu hämmentäväksi muuttujaksi. Siksi DC-rokote ladattiin kanan ovalbumiinista johdetulla peptidillä.

Aloittaaksemme tutkia, vaikuttaako DC-rokotus ILC3-populaatioihin, arvioimme ensin, oliko soluissa eroja rokotuskohdan läheisyydessä. Paikallisissa tyhjennysimusolmukkeissa tapahtui muutoksia DC-rokotuksen jälkeen, mikä sisälsi ILC3:n määrän kasvun (kuvio 1). ILC3:n kasvun kinetiikka osoitti, että ILC3:t lisääntyivät vähitellen DC-rokotteen jälkeen (kuvio 1b, c). NCR+ ja NCR− ILC3:ien lukumäärä paikallisessa tyhjentyvässä imusolmukkeessa arvioitiin ja molemmat alapopulaatiot lisääntyivät DC-rokotteen antamisen jälkeen. Vaikka sekä NCR+- että NCR-ILC3-populaatiot saavuttivat huippunsa kolmen päivän kuluttua DC-rokotuksesta, NCR-ILC3:t palasivat homeostaattisiin lukuihin seitsemän päivää immunisoinnin jälkeen, kun taas NCR+ ILC3:n määrä pysyi merkittävästi korkeampana valekäsiteltyihin kontrollihiiriin verrattuna.

Kuva 1. Luonnollisten sytotoksisuusreseptorien (NCR)+ ja NCR− tyypin 3 synnynnäisten lymfoidisolujen (ILC3:t) määrä lisääntyi paikallisessa tyhjentyvässä imusolmukkeessa DC-immunisaation jälkeen. Naaraspuoliset C57BL/6-hiiret siirrostettiin DC-rokotteilla takajalkatyynyn injektioilla. Popliteaaliset imusolmukkeet tutkittiin ILC3-populaatioiden varalta. (a) Imusolmukkeen solujen kokonaismäärä määritettiin. (b) NCR−ILC3:n ja (c) NCR+ ILC3:n kertyminen imusolmukkeeseen ja CD{{10}}-solujen prosenttiosuus imusolmukkeessa, jotka olivat (d) NCR−ILC3:t ja (e) NCR+ ILC3s. Jokainen palkki edustaa tietoja neljästä polvitaipeen imusolmukkeesta. Studentin t-testiä käytettiin kussakin ajankohdassa merkittävien erojen määrittämiseksi fosfaattipuskuroidulla suolaliuoksella (PBS) inokuloitujen kontrollihiirten ja DC-rokotteella inokuloitujen hiirten välillä (p-arvot * < 0). 21}}5, ** < 0,005, *** < 0,0005 ja **** < 0,0001). Edustavat pistekaaviot, jotka osoittavat (f) NCR−ILC3:n ja (g) NCR+ ILC3:n keskimääräisen lukumäärän tyhjentyvässä polvitaipeen imusolmukkeessa. Kaaviot näyttävät keskiarvon keskihajonnan kanssa.

2.2. DC-rokotteet lisäsivät ILC3-sytokiinituotantoa pernassa muuttamatta pernan ILC3-solujen kokonaismäärää

Seuraavaksi systeemisiä muutoksia ILC3-populaatioissa tutkittiin arvioimalla perna, joka on suurin toissijainen lymfoidielin [29], viikko DC-rokotteen jälkeen, mikä on laboratoriomme normaali aikapiste leukosyyttien muutosten systeemisessä arvioinnissa. Merkittävää eroa ei havaittu NCR+:n tai NCR−ILC3:n kokonaismäärässä pernassa (kuva 2).

Kuvio 2. Pernan ILC3:iden lukumäärässä ei tapahtunut muutoksia DC-immunisaation jälkeen. Naaraspuoliset C57BL/6-hiiret (n=8 [PBS] tai 10 [DC]) siirrostettiin DC-rokotteilla takajalkatyynyn injektioilla. Pernat kerättiin viikon kuluttua siirrostuksesta ja niistä tutkittiin ILC3-populaatiot. Pernan (a) NCR−ILC3:n ja (b) NCR+ ILC3:n kokonaismäärä (ja T-betin geometrinen keskimääräinen fluoresenssiintensiteetti NCR+ ILC3:ille) ja pernan CD45+-solujen prosenttiosuus, jotka olivat (c) NCR− ILC3:t ja (d) NCR+ ILC3:t seurattiin ja kvantitoitiin virtaussytometria-analyysillä. Studentin t-testiä käytettiin määrittämään fosfaattipuskuroidulla suolaliuoksella (PBS) ympättyjen kontrollihiirten populaatioiden ja DC:llä inokuloitujen hiirten välinen merkitys. Keinot eivät eronneet merkittävästi. Edustavat pistekaaviot, jotka osoittavat pernan (e) NCR− ILC3:n ja NCR+ ILC3:n keskimääräisen lukumäärän. Keskihajonta ja keskiarvo esitetään kaaviopalkeilla ja virhepalkeilla.

Koska ympäristötekijät voivat vaikuttaa ILC3-sytokiiniprofiileihin, ILC3:n IL-22- ja IL-17-tuotanto pernassa mitattiin viikon kuluttua DC-rokotuksesta. IL-17- tai IL-22- tai molempia sytokiinejä tuottavien ILC3-solujen määrä lisääntyi DC-rokotteilla käsitellyillä hiirillä verrattuna kontrollihiiriin (kuvio 3).

Kuva 3. Pernan ILC3:t, jotka tuottivat IL-17- ja IL-22-proteiinia, lisääntyivät DC-immunisaation jälkeen. Naaraspuoliset C57BL/6-hiiret (n=12–18) rokotettiin DC-rokotteilla takajalkatyynyn injektiolla. Kontrollihiiret käsiteltiin fosfaattipuskuroidulla suolaliuoksella (PBS). Viikko immunisoinnin jälkeen pernat kerättiin ja niistä tutkittiin IL-17-- ja IL{{10}}tuottavien ILC:iden varalta. Niiden linja-CD127+DX5−-solujen lukumäärä, jotka tuottavat (a) IL-17, (b) IL-22 ja (c) sekä IL-17 että IL{{ 16}} ja niiden vastaavat geometriset keskimääräiset fluoresenssiintensiteetit määritettiin käyttämällä solunsisäistä sytokiinivärjäystä ja virtaussytometriaa. Tiedot analysoitiin käyttämällä kaksisuuntaista ANOVA-testiä (p-arvot * < 0,05, ** < 0,005). (d) Edustavat pistekaaviot osoittavat IL-17 ja/tai IL-22 tuottavien pernan CD45+ linja-CD127+DX5− -solujen keskimääräisen lukumäärän. Kaaviot näyttävät keskiarvon keskihajonnan kanssa.

2.3. ILC3-alapopulaatiot DC-immunisaation ja B16F10-melanoomasoluilla altistuksen jälkeen

ILC3:lla voi olla kaksi roolia syövän etenemisessä edistämällä sekä kasvaimia edistäviä että antituumorigeenisiä vasteita [22]. Siksi DC-rokotteen vaikutusta ILC3-vasteisiin syöpäkontekstissa tutkittiin. Hiiriä käsiteltiin DC-rokotteilla ja viikkoa myöhemmin ne altistettiin suonensisäisesti B16F10-melanoomasoluilla, mikä johti keuhkojen kylvämiseen. Kuten mainittiin, koska vain synnynnäisen immuniteetin komponentteja arvioitiin, rokotteen antigeenispesifistä koulutusta ei arvioitu kokeissamme, ja siksi käytetty melanoomamalli ei ilmentänyt ovalbumiinia, mikä teki peptidin latautuneen DC:ihin. merkityksetöntä. Kinetiikkakoe (kuvio 1) osoitti, että ILC3:n paikalliset vasteet voitiin havaita kolmen päivän sisällä. Siksi kolme päivää altistuksen jälkeen ILC3-alapopulaatioiden lukumäärää ja niiden kykyä tuottaa sytokiinejä tutkittiin pernassa ja keuhkoissa. Samalla tavalla kuin naiivien hiirten pernoissa havaittiin, pernan NCR+- ja NCR-ILC3:iden kokonaismäärässä ei ollut merkittävää eroa kontrolliryhmän ja DC-immunisoidun ryhmän välillä (kuvio 4). Toisin kuin naiivissa mallissa, pernassa ei kuitenkaan enää tapahtunut muutoksia IL-17:n ja/tai IL-22:n tuotannossa (kuva 5).

Kuvio 4. Pernan ILC3:ien kokonaismäärässä ei tapahtunut muutosta DC-rokotteen ja B16F10-melanoomasoluilla altistuksen jälkeen. Naaraspuoliset C57BL/6-hiiret (n=10) siirrostettiin DC-rokotteilla takajalkatyynyn injektiolla, ja viikkoa myöhemmin hiirille annettiin 3 x 105 B16F10-solua häntälaskimoinjektiolla. Pernat kerättiin ja niistä tutkittiin ILC3-populaatioiden kerääntyminen kolme päivää B16F10:n antamisen jälkeen. Pernan (a) NCR−ILC3:n ja (b) NCR+ ILC3:n määrä (ja T-betin geometrinen keskimääräinen fluoresenssiintensiteetti NCR+ ILC3:ille) ja pernan CD{20}}-solujen prosenttiosuus, jotka olivat (c) NCR− ILC3:t ja (d) NCR+ ILC3:t seurattiin ja kvantitoitiin virtaussytometrialla. Studentin t-testiä käytettiin määrittämään fosfaattipuskuroidulla suolaliuoksella (PBS) käsiteltyjen kontrollihiirten populaatioiden ja DC:llä inokuloitujen hiirten välinen merkitys. Keinot eivät eronneet merkittävästi. Edustavat pistekuvaajat osoittavat pernan (e) NCR− ILC3:n ja NCR+ ILC3:n keskimääräisen lukumäärän. Keskiarvo ja keskihajonta esitetään pylväskaavioilla ja virhepalkeilla.

Kuva 5. Pernan IL-17- ja/tai IL-22--tuottavien ILC:iden lukumäärässä ei tapahtunut muutosta DC-rokotteen ja B16F10-melanoomasoluilla altistuksen jälkeen. Naaraspuoliset C57BL/6-hiiret (n=10) siirrostettiin DC-rokotteilla takajalkatyynyn injektiolla, ja viikkoa myöhemmin annettiin 3 x 105 B16F10-solua suonensisäisesti. Kolme päivää myöhemmin pernat kerättiin ja niistä tutkittiin ILC3-sytokiinituotanto. Niiden CD127+DX5--solujen lukumäärä, jotka tuottavat (a) IL-17, (b) IL-22 ja (c) sekä IL-17 että IL-22 ja niitä vastaavat geometriset keskimääräiset fluoresenssiintensiteetit määritettiin käyttämällä solunsisäistä sytokiinivärjäystä ja virtaussytometriaa. Tiedot analysoitiin käyttämällä kaksisuuntaista ANOVA-testiä, eikä merkitsevää eroa DC-rokotettujen hiirten ja fosfaattipuskuroidulla suolaliuoksella (PBS) käsiteltyjen kontrollien välillä havaittu. (d) Edustavat pistekaaviot osoittavat IL-17 ja/tai IL-22 tuottavien pernan CD45+linja-CD127+DX5- -solujen keskimääräisen lukumäärän.

B16F10-solujen suonensisäinen injektio häntälaskimon kautta on yleinen hiirimalli synteettisistä melanoomaetäpesäkkeistä keuhkoihin [30]. Siksi keuhkoja tutkittiin myös ILC3-alapopulaatioiden lukumäärän määrittämiseksi ja niiden sytokiinien tuotannon arvioimiseksi.

NCR− ILC3:ien määrä väheni ja samanaikaisesti NCR+ ILC3:ien määrä kasvoi (kuva 6). DC-rokotuksella ei kuitenkaan havaittu vaikutusta ILC3-välitteiseen sytokiinituotantoon keuhkoissa (kuva 7).

Kuvio 6. DC-immunisaation ja B16F10-soluilla altistuksen jälkeen ILC3-alapopulaatioissa keuhkoissa oli numeerisia muutoksia. Naaraspuoliset C57BL/6-hiiret (n=10) saivat DC-rokotteita takajalkatyynyn injektiona, ja viikkoa myöhemmin annettiin 3 × 105 B16F10-solua suonensisäisesti. Kolme päivää altistuksen jälkeen keuhkoista tutkittiin virtaussytometriaa käyttäen (a) NCR−ILC3:n ja (b) NCR+ ILC3:n lukumäärää (ja T-betin geometrisen keskiarvon fluoresenssiintensiteettiä NCR+ ILC3:n kohdalla) ja CD{:n prosenttiosuutta. {18}} soluja, jotka olivat (c) NCR−ILC3:ita ja (d) NCR+ ILC3:ita. Studentin t-testiä käytettiin määrittämään fosfaattipuskuroidulla suolaliuoksella (PBS) käsiteltyjen kontrollihiirten alapopulaatioiden ja DC:llä inokuloitujen hiirten välinen merkitys (p-arvot *<0.05, *** <0.0005, and **** < 0.0001). Representative dot plots showing the average number of pulmonary (e) NCR− ILC3s and NCR+ ILC3s. The graphs display the mean with the standard deviation.

Kuva 7.IL-17- ja/tai IL-22-proteiinia keuhkoissa tuottavien ILC3-solujen määrässä ei tapahtunut muutosta DC-rokotteen ja B16F10-melanoomasoluilla altistuksen jälkeen. Naaraspuoliset C57BL/6-hiiret (n=10) siirrostettiin DC-rokotteilla takajalkatyynyn injektiolla, ja viikkoa myöhemmin niille annettiin suonensisäisesti 3 x 105 B16F10-solua. Kolme päivää myöhemmin keuhkot kerättiin ja niistä tutkittiin ILC{12}}välitteinen sytokiinituotanto. Niiden linja-CD127+DX5-solujen määrä, jotka tuottavat (a) IL-17, (b) IL-22 ja (c) sekä IL{{0}} että IL-22 ja niiden vastaavat geometriset keskimääräiset fluoresenssiintensiteetit määritettiin käyttämällä solunsisäistä sytokiinivärjäystä ja virtaussytometriaa. Tiedot analysoitiin käyttämällä kaksisuuntaista ANOVA-testiä (p-arvot *** < 0,0005). IL-22-tuottavien, IL-17-tuottavien ja IL-22- ja IL-17-multi-sytokiinia tuottavien linja-CD{{-solujen kokonaismäärässä ei ollut merkittävää eroa. 12}}DX5− solut. (d) Edustavat pistekaaviot, jotka osoittavat IL-17 ja/tai IL-22 tuottavien keuhkojen CD45+ linja-CD127+DX5− solujen keskimääräisen lukumäärän. Keskihajonta ja keskiarvo esitetään kaaviopalkeilla ja virhepalkeilla.

3. Keskustelu

Tässä kuvatut tutkimukset pyrkivät tutkimaan mahdollista kommunikaatiota ILC3:n ja DC:iden välillä DC-rokotteen yhteydessä. Sekä NCR+- että NCR-ILC3-alapopulaatioiden lukumäärä lisääntyi tyhjentävissä imusolmukkeissa (kuva 1) DC-rokotuksen jälkeen, mikä viittasi paikalliseen kommunikaatioon DC-rokotteen ja ILC3-alapopulaatioiden välillä. DC:iden ja NCR+ ILC3:n välisellä tiedonsiirrolla oli kuitenkin pidempi vaikutus NCR+ ILC3:n kokonaismäärään kuin DC:iden ja NCR− ILC3:n välillä havaittu vaikutus. Tämä osoitti, että DC:illä voi olla ainutlaatuisia vuorovaikutuksia ILC3:iden kanssa riippuen niiden NCR:ien ilmentymisestä. ILC3-alapopulaatioiden lukumäärässä pernoissa ei havaittu muutosta seitsemän päivää DC-rokotuksen jälkeen (kuvio 2) tai kymmenen päivää DC-rokotuksen jälkeen ja kolme päivää B16F10-melanoomasolualtistuksen jälkeen (kuvio 4). Menetelmillämme ILC3:iden IL-17- ja IL-22-tuotannon määrittämiseksi on rajoituksensa, koska ne osoittavat sekä translaatio- että transkriptiovasteet, jotka johtuvat solujen in vitro -restimulaatiosta. Lisäsimme kuitenkin kaikkiin kokeisiin kokeellisen kontrollin, joka olisi stimulaatioton hoito in vitro sen havaitsemiseksi, mitä ILC3:t tuottavat vasteena in vivo vastaanotettuun signaaliin. Kuten kuvioissa 3d, 5d ja 7d havainnollistetaan, solut, jotka eivät saaneet in vitro -stimulaatiota, tuottivat IL-17 ja IL-22. Lisäksi, vaikka pernan ILC3-solujen määrä ei muuttunut (kuvio 2), ILC3-alapopulaatioiden sytokiinituotanto oli erilaista seitsemän päivää DC-rokotuksen jälkeen (kuvio 3). Tämä ehdotti, että DC-rokotus voisi vaikuttaa ILC3-vasteiden toimivuuteen vaikuttamatta niihin numeerisesti. Koska ILC3:t ovat synnynnäisen immuunijärjestelmän komponentteja, kudoksiin ja kudoksista poistuminen olisi voinut tapahtua muutaman päivän kuluessa, mikä estäisi hoitoon perustuvien numeeristen erojen havaitsemisen 7-10 päivää DC-rokotuksen jälkeen. Todisteita tästä havaittiin DC-rokotteen tyhjentävässä imusolmukkeessa, jossa ILC3:ien määrä kasvoi kolmen päivän aikana ja alkoi sitten laskea (kuvio 1). Siten pernassa on saattanut tapahtua numeerisia muutoksia ILC3-alapopulaatioissa, jotka jäivät huomiotta, koska ne olivat palanneet homeostaattisiin lukuihin seitsemäntenä päivänä DC-immunisaation jälkeen. Siitä huolimatta tutkimukset keskittyivät pidempään kestäviin vasteisiin lyhytaikaisten ohimenevien vasteiden sijaan, eivätkä siksi tutkineet tätä tietä enempää. Mielenkiintoista on, että vaikka pernan ILC3-alapopulaatioiden lukumäärä ei eronnut kontrolliryhmistä, niiden sytokiiniprofiilit muuttuivat (kuvio 3). IL-22:n ja IL-17:n tuotanto lisääntyi pernan ILC3:ssa, mikä osoittaa, että DC-rokotuksella oli systeeminen vaikutus ILC3:iin. Yhteenvetona voidaan todeta, että DC-rokotus ei vaikuttanut pernan ILC3:ien määrään, mutta vaikutti niiden toimintaan.

Vaikka ILC{0}}peräiseen sytokiinituotantoon oli jatkuva vaikutus seitsemän päivää DC-immunisaation jälkeen kasvaimettomien hiirten pernoissa, tätä vaikutusta ILC3-soluihin pernassa ei voitu havaita kolmen päivän kuluttua suonensisäisen altistuksen jälkeen B16F10-melanoomasoluilla ( kuva 5). DC-rokote näytti pohjustavan ILC3-populaatioita kasvaimettomassa mallissa, joka tukahdutettiin tuumorialtistuksen yhteydessä. Koska niiden ympäristö vaikuttaa suuresti ILC:ihin, tämä voi viitata siihen, että tietoliikenne rokotteen DC:iden ja ILC3:n välillä rajoittui tuumorittomaan malliin. Päinvastoin tämä voi johtua myös esivalmistettujen ILC3:ien mobilisoitumisesta muihin kehon paikkoihin, joissa B16F10:t ovat saattaneet kerääntyä ja muodostaa mikroympäristön, joka indusoi leukosyyttien kerääntymistä.

Keuhkoissa havaittiin muutos ILC3-alapopulaatioissa kymmenen päivää DC-rokotuksen ja kolme päivää B16F10-solualtistuksen jälkeen verrattuna ei-DC-rokotettuihin kontrollihiiriin, jotka saivat vain B16F10-soluja. Erityisesti NCR+ ILC3:iden määrä lisääntyi ja NCR− ILC3:iden määrä keuhkoissa väheni (kuva 6). T-bet on transkriptiotekijä, joka liittyy Th1-vasteisiin [31]. Siksi lisääntyminen NCR+ ILC3:issa, jotka ilmentävät T-vetoa, osoitti tyypin 1 immuniteetin mahdollista edistämistä. Tämä voi olla hyödyllinen ILC3-vaste syövän yhteydessä, jossa tyypin 1 immuunivasteita yleensä halutaan.

cistanche-edut miehille - vahvistavat immuunijärjestelmää

On osoitettu, että NCR+ ILC3:t voivat olla peräisin NCR− ILC3:n osajoukosta [16]. Siksi NCR+ ILC3:n lisääntyminen ja NCR−ILC3:n väheneminen voitiin johtua stimulaatiosta, joka sai NCR−ILC3:n muuttumaan NCR+ ILC3:ksi. Jos ILC3:t olivat läpikäymässä fenotyypin vaihtamista NCR−:stä NCR+:aan, ne eivät ehkä ole kyenneet tuottamaan sytokiinejä vaihdon aikana tai pian sen jälkeen ja sopeutuessaan ympäristöön ja uuteen fenotyyppiinsä. Siksi niiden sytokiinien tuotanto on saattanut pysähtyä tai viivästyä fenotyypin vaihdon aikana, mikä saattaa selittää, miksi ILC{12}}välitteisessä IL-17- ja/tai IL-22-tuotannossa ei tapahtunut muutoksia keuhkoihin (kuva 7). On kuitenkin myös mahdollista, että DC-rokotus ei yksinkertaisesti vaikuttanut ILC3:iden sytokiinien tuotantoon keuhkoissa tällä hetkellä.

4. Materiaalit ja menetelmät

Eettinen hyväksyntä

Kaikki hiiren tutkimukset suoritettiin eläinten käyttöprotokollan #3807 mukaisesti Guelphin yliopiston eläintenhoitohenkilöstön valvonnassa.

Hiiret

Naaraspuoliset C57BL6-hiiret saatiin Charles River Laboratoriesilta 5-8 viikon ikäisinä. Hiiret pidettiin valvotussa ympäristössä Guelphin yliopiston eläinten eristysyksikössä ja niille annettiin yksi viikko sopeutua ennen kokeiden aloittamista. Hiiret ruokittiin ja niille annettiin vettä ad libitum.

Dendriittisoluviljelmät

Naaraspuolisten C57BL6-hiirten reisiluut ja sääriluut otettiin talteen ja luiden päät leikattiin pois. Sääriluun ja reisiluun luuydin huuhdeltiin ruiskua käyttäen PBS:llä petrimaljalle. Luuydin suspensoitiin uudelleen yksisolususpensioksi ja laskettiin käyttämällä hemosytometriä. Sitten solut suspendoitiin uudelleen alustaan ​​(RPMI [HyClone Cat# SH30027.01], jossa oli 2-merkaptoetanolia [Gibco Ref# 21985-023], 1 % penisilliiniä/streptomysiiniä [HyClone Cat# SV30010] ja 10 % sikiön naudan seerumi [VWR Cat#97068-085]) pitoisuuteen 1,25 × 106 solua/ml, täydennettynä 20 ng/ml granulosyytti-makrofagipesäkkeitä stimuloivalla tekijällä (GM-CSF) (Biolegend Cat#576308) ja jaettiin eriin 25 cm2:n viljelypulloihin, 5 ml pulloa kohden. Viljelmät laitettiin kostutettuihin inkubaattoreihin 37 ◦C:ssa 5 % CO2:lla ja annettiin kasvaa 7 päivää. Toisena viljelypäivänä lisättiin 5 ml tuoretta alustaa, jossa oli 20 ng/ml GM-CSF:ää. Päivänä viisi 5 ml kutakin viljelmää sentrifugoitiin ja supernatantti poistettiin. Solut suspendoitiin uudelleen 5 ml:aan tuoretta alustaa, jossa oli 20 ng/ml GM-CSF:ää, ja lisättiin uudelleen viljelypulloihin. Viljelmät kerättiin päivänä 7 ja valmisteltiin rokottamista varten.

Dendriittisolurokotteen valmistus

Dendriittisoluviljelmät (DC) siirrettiin 50 ml:n kartiomaiseen putkeen ja laskettiin käyttämällä hemosytometriä. Soluja stimuloitiin 100 ng/ml lipopolysakkaridilla (LPS) Escherichia coli O55:B5:stä (Sigma Cat#L2880) ja 1 µg/ml kanan munaalbumiinia (OVA)257–264 (SIIN) (PepScan Systems, Lelystad, Alankomaat) 1 tunnin ajan inkubaattorissa 37 °C:ssa 5 % CO2:lla. Sitten solut pestiin PBS:llä kolme kertaa ja suspensoitiin uudelleen konsentraatioon 5 x 105 solua 30 ui:aa kohti. Rokotteet annettiin annoksina 5 x 105 solua per 30 ui PBS:ää.

Kudosten käsittely

Imusolmukkeet ja pernat kerättiin ja asetettiin petrimaljoille 2 ml:lla Hanksin puskuroitua suolaliuosta (HBSS). Ne puristettiin yksisoluisiksi suspensioiksi käyttämällä 3 ml:n ruiskun tulpan takaosaa. Yksisoluiset suspensiot suodatettiin 50 ml:n kartiomaiseen putkeen käyttämällä 70 µm huokoskoon solusiivilä. Imusolmukkeet laskettiin hemosytometrillä. Pernat sentrifugoitiin, supernatantti poistettiin ja solut suspendoitiin uudelleen ACK-lyysipuskuriin (8,29 g NH4Cl [0,15 M], 1 g KHCO3 [10,0 mM], 37,2 mg Na2EDTA [0,1 mM] in. 1 ml Milli Q -vettä) ja annettiin seistä viideksi minuutiksi punasolujen hajottamiseksi. Solut pestiin HBSS:llä kahdesti ennen kuin ne suspendoitiin uudelleen elatusaineeseen ja laskettiin käyttämällä hemosytometriä.

Keuhkot kerättiin ja punnittiin ennen kuin ne asetettiin hellävaraiseen MACSTM-putkeen, joka sisälsi 1 mg/ml kollagenaasi IV:tä (Gibco Ref#17104-019) ja 5 µg/ml DNaasi I:tä (Roche Ref#11284932001) HBSS:ssä. Käyttämällä lempeä MACSTM-dissosiaattoria näytteet ajettiin keuhkoprotokollan A läpi ja inkuboitiin sitten 20 minuuttia inkubaattorissa 37 ◦C:ssa 5 % CO2:lla. Näytteet ajettiin sitten keuhkoprotokollan B läpi lempeällä MACSTM-dissosiaattorilla. Kaksi kertaa HBSS-näytteen tilavuus lisättiin näytteisiin entsyymireaktion neutraloimiseksi. Näytteet suodatettiin 50 ml:n kartiomaiseen putkeen 70 um:n huokoskoon läpi. Sitten solut pestiin kahdesti HBSS:llä ja suspendoitiin uudelleen ACK-lyysipuskuriin. Viiden minuutin kuluttua ACK-lyysipuskurissa solut pestiin kahdesti HBSS:llä ja suspendoitiin uudelleen elatusaineeseen.

Sytokiinivastemääritys

Kudosnäytteistä saadut yksisoluiset suspensiot kylvettiin 96-kuoppalevyille kahtena rinnakkaisena, jolloin yhtä kuoppaa käsiteltiin stimulaatiottomana kontrollina ja toista hyvin stimuloivaa hoitoa. Stimuloimattomiin kuoppiin annettiin vain väliainetta ja stimulantilla käsitellyt kuopat saivat 10 ng/ml forbolimyristaattiasetaattia (PMA) ja 1500 ng/ml ionomysiiniä elatusaineessa. Solut laitettiin inkubaattoriin 37 °C:seen 5 % C02:lla yhdeksi tunniksi. Sitten Brefeldin A:ta (GolgiPlug, Biolegend Cat#420601) (x 100 laimennus) lisättiin kaikkiin näytekuoppiin, ja levy asetettiin takaisin inkubaattoriin vielä neljäksi tunniksi. Sitten solut pestiin kahdesti PBS:llä ja värjättiin virtaussytometria-analyysiä varten.

B16F10 melanoomasolut

B16F10-solut sulatettiin nestetypestä ja laskettiin käyttämällä hemosytometriä. Sitten solut suspendoitiin uudelleen alustaan ​​(Dulbeccon korkean glukoosipitoisuuden modifioitu Eagles-elatusaine [HyClone Cat#SH3002201], jossa oli 1 % penisilliiniä/streptomysiiniä [HyClone Cat# SV30010] ja 10 % naudan vasikan seerumia [VWR Cat#]10158-358 Cat# konsentraatio 1 x 105 solua/ml. Sitten B16F10-solut jaettiin eriin viljelypulloihin ja asetettiin inkubaattoriin 37 °C:seen 5 % C02:lla. B16F10-solujen valmistamiseksi antoa varten solut siirrettiin viljelypulloista 50 ml:n kartiomaiseen putkeen, pestiin PBS:llä ja suspendoitiin sitten uudelleen PBS:ään. Solut laskettiin käyttämällä hemosytometriä ja suspendoitiin uudelleen PBS:ään, jolloin saatiin annokset 3 x 105 solua 200 ui:aa kohti.

Solunsisäinen sytokiinivasta-ainevärjäys

Solut siirrostettiin {{0}}kuoppalevyille ja suspendoitiin uudelleen Fc-lohkoon (anti-CD16/CD32, BioLegend Cat#101320) ja inkuboitiin 4 ◦C:ssa 15 minuuttia. Solut pestiin fosfaattipuskuroidulla suolaliuoksella, joka sisälsi 0,5 % naudan seerumin albumiinia (FACS-puskuri), kahdesti, sitten uudelleensuspendoitiin solun pintaa värjäävien vasta-aineiden perusseokseen (CD45, BioLegend Cat#103132; NKp46, BioLegend Cat#137617; DX5, BioLegend Cat#108919; CD127, BioLegend Cat#135007; Lineage Cocktail, BioLegend Cat#133311) ja inkuboitiin 4 asteessa 20 minuuttia. Solut pestiin fosfaattipuskuroidulla suolaliuoksella kahdesti ja suspensoitiin uudelleen Zombie Aqua Fixable elinvoimaisuusväriin (FVD) (BioLegend Cat#423101) ja inkuboitiin 4 ◦C:ssa 30 minuuttia. Fosfaattipuskuroitua suolaliuosta käytettiin solujen pesemiseen kahdesti ennen uudelleensuspendointia kiinnityspuskuriin (BioLegend Cat#420801). Soluja inkuboitiin 4 °C:ssa 20 minuuttia. Kiinnittämisen jälkeen solut pestiin kahdesti permeabilisaatiopuskurilla (BioLegend Cat#421002). Solut suspendoitiin uudelleen solunsisäisten värjäytyvien vasta-aineiden perusseokseen (IL-22, BioLegend Cat#516404; IL-17A, eBioscience Cat# 17-7177-81) ja inkuboitiin 4 ◦C:ssa 20 min. Solut pestiin kahdesti permeabilisaatiopuskurilla, suspendoitiin sitten uudelleen FACs-puskuriin ja prosessoitiin sitten BD FACSCantoTM II -virtaussytometrillä ja analysoitiin käyttämällä BD FACSDivaTM -ohjelmistoa.

cistanche-edut miehille - vahvistavat immuunijärjestelmää

Transkriptiotekijän vasta-ainevärjäys

Solut kylvettiin {{0}}kuoppalevyille ja suspendoitiin uudelleen FC-lohkoon (anti-CD16/CD32 BioLegend Cat# 101320) ja inkuboitiin 4 ◦C:ssa 15 minuuttia. Solut pestiin kahdesti FACs-puskurilla (0,5 % naudan seerumin albumiinissa [HyClone Cat# SH30574.02] PBS:ssä), sitten suspendoitiin uudelleen solun pintaa värjäävien vasta-aineiden perusseokseen (CD45, BioLegend Cat#103132; NKp46). , BioLegend Cat#137617; DX5, BioLegend Cat# 108919; CD127, BioLegend Cat#135007; Lineage Cocktail, BioLegend Cat#133311) ja inkuboitiin 4 ◦C:ssa 20 minuuttia. Sitten solut pestiin fosfaattipuskuroidulla suolaliuoksella kahdesti uudelleensuspendoituna FVD:hen (BioLegend Cat#423101) ja inkuboitiin 4 ◦C:ssa 20 minuuttia. Solut pestiin fosfaattipuskuroidulla suolaliuoksella kahdesti ja suspendoitiin uudelleen hiiren FoxP3-kiinnityspuskuriin (BD Pharmingen BD Sciences Cat#51-9006124) ja inkuboitiin 4 ◦C:ssa 30 minuuttia. Kiinnityksen jälkeen solut pestiin hiiren FoxP3-permeabilisaatiopuskurilla (BD Pharmingen BD Sciences Cat# 51-9006125), joka oli uudelleensuspendoitu FoxP3-permeabilisaatiopuskuriin, ja inkuboitiin 37 ◦C:ssa 30 minuuttia. Solut suspendoitiin uudelleen transkriptiotekijävasta-aineisiin (ROR gamma(t), eBioscience Cat#17-6988-82; T-bet, eBioscience Cat# 12-5825-82) ja inkuboitiin 4 ◦C:ssa 20 minuuttia. Solut pestiin permeabilisaatiopuskurilla kahdesti, sitten suspendoitiin uudelleen FACs-puskuriin ja analysoitiin käyttämällä BD FACSCantoTM II -virtaussytometriä ja BD FACSDivaTM -ohjelmistoa.

Tilastollinen analyysi

NCR+:n ja NCR−ILC3:n perna- ja keuhkopopulaatiot analysoitiin käyttämällä parittomia t-testejä. Kineettisen kokeen populaatioanalyysiä verrattiin käyttämällä tavallista yksisuuntaista varianssianalyysiä (ANOVA) ja Tukeyn moninkertaista vertailutestiä. Sytokiinianalyysiä pernassa ja keuhkoissa tutkittiin käyttämällä kaksisuuntaista ANOVAa ja Šídákin moninkertaista vertailutestiä. Hoitoryhmien keskiarvot määriteltiin merkitsevästi erilaisiksi p-arvolla < 0,05.

Porttistrategia

Ensin käyttämällä eteenpäin sironta-aluetta (FSC-A) ja sivusironta-aluetta (SSC-A) lymfosyytit avainnoitiin. Sitten duplettisolut suljettiin pois käyttämällä FSC-A:ta ja FSC-korkeutta (FSC-H). Elävät solut otettiin käyttöön ottamalla FVD-negatiiviset solut. Sitten otettiin CD127+ ja linja-cocktail-solut kaventamaan ILC:itä. CD45+-solut avainnoitiin sitten. Sen varmistamiseksi, että kaikki NK-solut suljettiin pois, DX5− otettiin sitten päälle. ILC3:iden transkriptiotekijän tunnistamiseksi ROR t + -solut portitettiin, ja näistä soluista NCR+ ILC3:t olivat T-bet+ ja NKp46+ ja NCR−ILC3:t T-bet− ja NKp46. Sytokiinien tunnistamista varten lymfosyyttien, yksittäisten solujen, elävien solujen ja CD127+ linja-CD45+, IL-17 ja IL-22 portituksen jälkeen portitettiin ILC3:t tuottavat, koska ILC3:t olisivat ainoat solut tässä lopullisessa portissa, jotka voisivat tuottaa IL-22 ja IL-17.

cistanche-edut miehille - vahvistavat immuunijärjestelmää

5. Johtopäätökset

Vaikka kasvaimettomassa mallissa havaittu lisääntynyt ILC{0}}johdettu IL-17- ja IL-22-tuotanto pernassa hävisi tuumorialtistusmallissa, NCR+:ssa ja NCR− ILC3-populaatiot keuhkoissa. Tämä viittaa siihen, että DC-rokotus olisi voinut vaikuttaa ILC3:iin kasvainaltistusmallissa sekä kasvaimettomissa hiirissä. Tämän rokotteen DC:iden ja ILC3:n välisen suhteen vaikutus kasvainten vastaisiin vasteisiin on kuitenkin edelleen tuntematon, ja se on tulevaisuuden tutkimussuunta. Siten tässä kuvatut tutkimukset osoittavat, että DC-pohjaisten rokotteiden ja ILC3-alapopulaatioiden välillä tapahtuu kommunikaatiota sekä kasvaimettomissa että kasvaimia kantavissa hiirissä. Nämä kommunikaatiot ja niiden myöhemmät vaikutukset immuunivasteisiin vaikuttavat monimutkaisilta. Nämä havainnot edistävät kirjallisuutta, joka pyrkii tulkitsemaan DC-rokotteiden ja ILC3:n välistä suhdetta pyrkiessään kehittämään parannettuja DC-rokotusstrategioita. Suosittelemme lisätutkimuksia, joissa tutkitaan mahdollisuuksia suunnitella rokotusstrategioita, jotka voivat moduloida näitä kommunikaatioita ILC3-vasteiden optimoimiseksi kasvaimen vastaisten vasteiden auttamiseksi ja tuumoria edistävien vasteiden tukemiseksi.

Viitteet

1. Crinier, A.; Vivier, E.; Bléry, M. Helperin kaltaiset synnynnäiset lymfoidisolut ja syövän immunoterapia. Semin. Immunol. 2019, 41, 101274. [CrossRef] [PubMed]

2. Salimi, M.; Wang, R.; Yao, X.; Li, X.; Wang, X.; Hu, Y.; Chang, X.; Fan, P.; Dong, T.; Ogg, G. Aktivoidut synnynnäiset lymfoidisolupopulaatiot kerääntyvät ihmisen kasvainkudoksiin. BMC Cancer 2018, 18, 341. [CrossRef] [PubMed]

3. Spits, H.; Bernink, JH; Lanier, L. NK-solut ja tyypin 1 synnynnäiset lymfoidisolut: Yhteistyökumppanit isäntäpuolustuksessa. Nat. Immunol. 2016, 17, 758–764. [CrossRef] [PubMed]

4. Bruchard, M.; Ghiringhelli, F. Synnynnäisten imusolujen roolien selvittäminen syövässä. Edessä. Immunol. 2019, 10, 656. [CrossRef]

5. Mazzurana, L.; Rao, A.; Van Acker, A.; Mjösberg, J. Synnynnäisten lymfoidisolujen roolit ihmisen immuunijärjestelmässä. Semin. Immunopatoli. 2018, 40, 407–419. [CrossRef]

6. Solano-Gálvez, SG; Tovar-Torres, SM; Tron-Gómez, MS; Weiser-Smeke, AE; Álvarez-Hernández, DA; Franyuti-Kelly, GA; Tapia-Moreno, M.; Ibarra, A.; Gutiérrez-Kobeh, L.; Vázquez-López, R. Ihmisen dendriittisolut: Ontogeny ja niiden alajoukot terveydessä ja sairaudessa. Med. Sci. 2018, 6, 88. [CrossRef]

7. Steinman, RM; Hemmi, H. Dendritic solut: Translating innate to adaptive immunity. Curr. Yläosa. Microbiol. Immunol. 2006, 311, 17–58. [CrossRef]

8. Fu, C.; Matto.; Zhou, L.; Mi, QS; Jiang, A. Dendriittisolupohjaiset rokotteet syöpää vastaan: Haasteita, edistysaskeleita ja tulevaisuuden mahdollisuuksia. Immunol. Tutki. 2022, 51, 2133–2158. [CrossRef]

9. Karimi, K.; Boudreau, JE; Fraser, K.; Liu, H.; Delanghe, J.; Gauldie, J.; Xing, Z.; Bramson, JL; Wan, Y. Dendriittisolurokotteiden aikaansaama tehostettu tuumorinvastainen immuniteetti on seurausta niiden kyvystä aktivoida sekä CTL- että IFN:ää tuottavia NK-soluja. Mol. Siellä. 2008, 16, 411–418. [CrossRef]

10. Bouwer, AL; Saunderson, SC; Caldwell, FJ; Damani, TT; Pelham, SJ; Dunn, AC; Jack, RW; Stoitzner, P.; McLellan, AD NK-soluja tarvitaan dendriittisolupohjaiseen immunoterapiaan tuumorialtistuksen aikana. J. Immunol. 2014, 192, 2514–2521. [CrossRef]

11. Pampena, MB; Levy, EM Luonnolliset tappajasolut auttajasoluina dendriittisolusyöpärokotteissa. Edessä. Immunol. 2015, 6, 13. [CrossRef] [PubMed]

12. Gardner, A.; de Mingo Pulido, Á.; Ruffell, B. Dendritic Cells and The Role in Immunotherapy. Edessä. Immunol. 2020, 11, 924. [CrossRef] [PubMed]

13. Cortez, VS; Robinette, ML; Colonna, M. Synnynnäiset lymfoidisolut: Uusia näkemyksiä toiminnasta ja kehityksestä. Curr. Opin. Immunol. 2015, 32, 71–77. [CrossRef] [PubMed]

14. Montaldo, E.; Juelke, K.; Romagnani, C. Ryhmä 3 synnynnäiset lymfoidisolut (ILC3:t): alkuperä, erilaistuminen ja plastisuus ihmisillä ja hiirillä. euroa J. Immunol. 2015, 45, 2171–2182. [CrossRef]

15. Vacca, P.; Chiossone, L.; Mingari, MC; Moretta, L. NK-solujen ja muiden synnynnäisten lymfoidisolujen heterogeenisyys ihmisen ja hiiren Deciduassa. Edessä. Immunol. 2019, 10, 170. [CrossRef] [PubMed]

16. Rankin, LC; Girard-Madoux, MJ; Seillet, C.; Mielke, LA; Kerdiles, Y.; Fenis, A.; Wieduwild, E.; Putoczki, T.; Mondot, S.; Lantz, O.; et ai. IL-22-tuottavien synnynnäisten lymfoidisolujen komplementaarisuus ja redundanssi. Nat. Immunol. 2016, 17, 179–186. [CrossRef] [PubMed]

17. Hoorweg, K.; Peters, CP; Cornelissen, F.; Aparicio-Domingo, P.; Papazian, N.; Kazemier, G.; Mjösberg, JM; Spits, H.; Cupedo, T. Funktionaaliset erot ihmisen NKp44(-) ja NKp44(+) RORC(+) synnynnäisten lymfoidisolujen välillä. Edessä. Immunol. 2012, 3, 72. [CrossRef]

18. Carrega, P.; Loiacono, F.; Di Carlo, E.; Scaramuccia, A.; Mora, M.; Conte, R.; Benelli, R.; Spaggiari, GM; Cantoni, C.; Campana, S.; et ai. NCR(+)ILC3 keskittyy ihmisen keuhkosyöpään ja liittyy kasvaimensisäisiin lymfoidirakenteisiin. Nat. Commun. 2015, 6, 8280. [CrossRef]

19. Spits, H.; Artis, D.; Colonna, M.; Diefenbach, A.; Di Santo, JP; Eberl, G.; Koyasu, S.; Locksley, RM; McKenzie, AN; Mebius, RE; et ai. Synnynnäiset lymfoidisolut – ehdotus yhtenäisestä nimikkeistöstä. Nat. Rev. Immunol. 2013, 13, 145–149. [CrossRef]

20. Fiancette, R.; Finlay, CM; Willis, C.; Bevington, SL; Soley, J.; Ng, STH; Baker, SM; Andrews, S.; Hepworth, MR; Säkä, DR Vastavuoroiset transkriptiotekijäverkot hallitsevat kudoksessa asuvan ILC3-alajoukon toimintaa ja identiteettiä. Nat. Immunol. 2021, 22, 1245–1255. [CrossRef]

21. van Beek, JJP; Martens, AWJ; Bakdash, G.; de Vries, IJM Synnynnäiset lymfoidisolut kasvainimmuniteetissa. Biomedicines 2016, 4, 7. [CrossRef] [PubMed]

22. Mattner, J.; Wirtz, S. Ystävä vai vihollinen? Synnynnäisten imusolujen epäselvä rooli syövän kehityksessä. Trends Immunol. 2017, 38, 29–38. [CrossRef]

23. Kirchberger, S.; Royston, DJ; Boulard, O.; Thornton, E.; Franchini, F.; Szabady, RL; Harrison, O.; Powrie, F. Synnynnäiset lymfoidisolut ylläpitävät paksusuolen syöpää tuottamalla interleukiinia-22 hiirimallissa. J. Exp. Med. 2013, 210, 917–931. [CrossRef] [PubMed]

24. Irshad, S.; Flores-Borja, F.; Lawler, K.; Monypenny, J.; Evans, R.; Mies, V.; Gordon, P.; Cheung, A.; Gazinska, P.; Noor, F.; et ai. RORgammat(+) synnynnäiset lymfoidisolut edistävät rintasyöpien imusolmukkeiden etäpesäkkeitä. Cancer Res. 2017, 77, 1083–1096. [CrossRef] [PubMed]

25. Goc, J.; Lv, M.; Bessman, NJ; Flamar, AL; Sahota, S.; Suzuki, H.; Teng, F.; Putzel, GG; Eberl, G.; Withers, DR; et ai. ILC3:n säätelyhäiriö vapauttaa paksusuolensyövän etenemisen ja immunoterapiaresistenssin. Cell 2021, 184, 5015–5030.e16. [CrossRef]

26. Liu, Y.; Song, Y.; Lin, D.; Lei, L.; Mei, Y.; Jin, Z.; Gong, H.; Zhu, Y.; Hu, B.; Zhang, Y.; et ai. NCR(-) Group 3 synnynnäiset lymfoidisolut, IL-23/IL-17 -akseli, joka edistää maksasolukarsinooman kehitystä. EBioMedicine 2019, 41, 333–344. [CrossRef] [PubMed]

27. Bruchard, M.; Geindreau, M.; Perrichet, A.; Truntzer, C.; Ballot, E.; Boidot, R.; Racoeur, C.; Barsac, E.; Chalmin, F.; Hibos, C.; et ai. Tyypin 3 synnynnäisten lymfoidisolujen rekrytointi ja aktivointi edistävät kasvainten vastaisia ​​immuunivasteita. Nat. Immunol. 2022, 23, 262–274. [CrossRef]

28. Rethacker, L.; Poika, M.; Bisio, V.; Roussin, F.; Denizeau, J.; Vincent-Salomon, A.; Borcoman, E.; Sedlik, C.; Piaggio, E.; Toubert, A.; et ai. Synnynnäiset lymfoidisolut: NK- ja sytotoksiset ILC3-alajoukot tunkeutuvat metastaattisiin rintasyövän imusolmukkeisiin. Oncoimmunology 2022, 11, 2057396. [CrossRef]

29. Cesta, MF Pernan normaali rakenne, toiminta ja histologia. Toxicol. Pathol. 2006, 34, 455–465. [CrossRef]

30. Ishiguro, T.; Nakajima, M.; Naito, M.; Muto, T.; Tsuruo, T. B16-hiiren melanooman alalinjoissa, joilla on erilaisia ​​metastaattisia potentiaalia, ekspressoituneiden geenien tunnistaminen. Cancer Res. 1996, 56, 875-879.

31. Szabo, SJ; Kim, ST; Costa, GL; Zhang, X.; Fathman, CG; Glimcher, LH Uusi transkriptiotekijä, T-bet, ohjaa Th1-linjan sitoutumista. Cell 2000, 100, 655–669. [CrossRef] [PubMed]