Kutsuttu arvostelu: Ternimaidon merkitys vastasyntyneessä lypsyvasikassa
Nov 13, 2023
ABSTRAKTI
On kriittistä, että naudan emon ternimaitoa ruokitaan vastasyntyneille vasikoille niiden ensimmäisten elintuntien aikana. Ternimaito on erite, jota lehmä tuottaa rintarauhasen involution jälkeen ja joka sisältää runsaasti erilaisia ravintoaineita. Vastasyntyneiden vasikoiden ravintoarvon lisäksi immunoglobuliinit ovat kiinnostavia niiden roolin vuoksi vasikoiden naiivin immuunijärjestelmän kehittämisessä syntymähetkellä. Prosessi, jolla vasikka saa immuniteetin immunoglobuliinien imeytymisen kautta, määritellään passiiviseksi immuniteetiksi. Kun vasikat kuluttavat riittävän määrän immunoglobuliineja, ne luokitellaan niille, joilla on onnistunut passiivinen immuniteetti (SPI). Sitä vastoin, jos heiltä puuttuu riittävästi ternimaitoa, niiden katsotaan epäonnistuneen passiivisen immuniteetin (FPI) siirtämisessä. Passiivisen immuniteetin siirtyminen arvioidaan mittaamalla seerumin IgG-pitoisuudet 24-48 tunnin iässä. Tärkeimmät tekijät, jotka vaikuttavat siihen, onko vasialla SPI tai FPI, ovat ternimaidon IgG-pitoisuus, ruokittu määrä ja vasikan ikä ternimaidon ruokinnassa. Immunoglobuliinin imeytymisen näennäisen tehokkuuden seurantaa vasikoilla suositellaan usein yleisten ternimaidonhoitokäytäntöjen arvioimiseksi. Seerumin IgG-analyysit voidaan määrittää suorilla (radiaalinen immunodiffuusio) tai epäsuoralla (refraktometria) menetelmillä ja käyttää SPI- tai FPI-prevalenssin arvioimiseen.
cistanche tubulosa - parantaa immuunijärjestelmää
Keywords:ternimaito, immunoglobuliini, passiivinen immuniteetti, radiaalinen immunodiffuusio, refraktometria
JOHDANTO
Passiivisen immuniteetin siirron tutkimus alkoi vuosina 1892-1893 Paul Ehrlichin työllä, joka tutki, kuinka äidin vasta-aineet siirtyivät vastasyntyneisiin eläimiin. Ehrlich teki ensimmäisenä eron aktiivisen ja passiivisen immuniteetin välillä (Silverstein, 1996). Syntyessään vasikat voivat imeä immunoglobuliineja äidin ternimaidosta ohutsuolen kautta, mutta suoliston läpäisevyyden sulkeutuminen näille proteiineille kiihtyy, kun vasikan ikä ylittää 12 tuntia syntymän jälkeen, ja läpäisevyys lakkaa kokonaan 24 tunnin kuluttua synnytyksestä (Stott et al., 1979b) . Tämän vahvistivat Bush ja Staley (1980), jotka totesivat, että IgG:n absorption lakkaaminen epiteelisoluista verenkiertoon lisääntyy 12 tunnin iän jälkeen ja lopullinen sulkeutuminen 24 tunnin kuluttua. Suolen sulkeutuminen määritellään silloin, kun suoli ei pysty absorboimaan makromolekyylejä ja siirtämään niitä verenkiertoon (Leece ja Morgan, 1962). Varhaiset tutkimukset totesivat, että ruokavalio ei vaikuttanut suoliston sulkeutumiseen (Patt, 1977), mutta Stott et al. (1979a) keskustelivat siitä, kuinka ternimaidon syöttäminen joudutti lopettamista ja että ternimaitoa saaneet vasikat kokivat viivästynyttä suolen sulkeutumista. Lisäksi Stott et ai. (1979b) selitti, että ternimaidon ruokinta stimuloi pinosytoosia, joka on immunoglobuliinien kuljetusväline. Makromolekyylien imeytyminen alkaa pysähtyä tämän jälkeen, vaikka kuljetus verenkiertoon on edelleen aktiivista. Lisäksi Stott et ai. (1979b) raportoivat, että suolen sulkeutuminen vasikoissa on mekanismi, joka minimoi makromolekyylien imeytymisen ternimaidon nauttimisen jälkeen. Tätä läpäisevyyttä säätelevä tarkka mekanismi ei ole selvä (Weaver et al., 2000); tämän suolen sulkeutumisen uskotaan kuitenkin olevan seurausta pinosytoottisen aktiivisuuden ehtymisestä tai enterosyyttien korvautumisesta kypsillä epiteelisoluilla (Broughton ja Lecce, 1970; Smeaton ja SimpsonMorgan, 1985). Lisäksi on osoitettu, että imeytysteho heikkenee, kun syntymän ja ensimmäisen ternimaidon syöttämisen välinen aika pitenee, mikä tekee ternimaidon tarjonnan ajoituksesta vastasyntyneelle vasikolle ratkaisevan tärkeäksi (Bush ja Staley, 1980). Viime aikoina Fischer et ai. (2018) raportoivat, että ternimaidon ruokinnan viivästyminen yli 6 tuntia syntymän jälkeen vähensi IgG:n siirtymistä verrattuna vasikoihin, joita ruokittiin heti syntymän jälkeen, mikä vahvistaa, että vasikat tulisi ruokkia heti syntymän jälkeen. Tiedot osoittavat kuitenkin, että vasikat pystyvät imemään IgG:tä, kun ne eivät saa ternimaitoa jopa 48 tunnin ajan. Tarkemmin sanottuna, kun ternimaitoa syötettiin ensimmäisen kerran 6, 12, 24, 36 ja 48 tuntia syntymän jälkeen, 65,8, 46,9, 11,5, 6,7 ja 6,0 % kaikista nautitusta IgG:stä ilmestyi plasmaan (Matte et al., 1982). ). Äskettäin Osaka et ai. (2014) raportoivat, että vasikoilla, joita ruokittiin 1, 1–6, 6–12 ja 12–18 tuntia syntymän jälkeen, on ilmeinen imeytymisteho (AEA) arvot 30,5, 27,4, 23,7 ja 15,8 %. Toinen tekijä, jonka on osoitettu vaikuttavan ohutsuolen kypsymiseen tai sulkeutumiseen, on IGF-1. Vaikka sen roolia suoliston kypsymisessä ei ole selkeästi karakterisoitu (Pyo et al., 2020), tiedetään, että IGF-1 esiintyy suuria määriä äidin ternimaidossa ja on yksi kahdesta runsaimmasta kasvutekijästä ternimaitoa yhdessä IGF-2:n kanssa 50-2,000 ug/l (Pakkanen ja Aalto, 1997; Manila ja Korhonen, 2002). Pyo et ai. (2020) olettivat, että ternimaidon saanti saattaa vaikuttaa suoliston kehitykseen nostamalla seerumin IGF{19}}-pitoisuutta. Pyo et al. (2020) päätteli, että ternimaidon syöttäminen kolmen päivän ajan lisäsi minimaalisesti seerumin IGF:ää-1. Lisäksi Pyo et al. (2020) päätteli, että IGF-1-pitoisuuksien nousu johtui todennäköisemmin ternimaidon energian ja ravinteiden kulutuksen lisääntymisestä eikä suoliston kehityksestä. Ajoituksen lisäksi tärkeimmät ternimaidon immunoglobuliinin imeytymiseen vaikuttavat tekijät ovat ternimaidon immunoglobuliinipitoisuus, ensimmäisen ruokinnan yhteydessä tarjotun ternimaidon kokonaismäärä (Stott ja Fellah, 1983) ja siten kulutettujen immunoglobuliinien kokonaisgrammoina sekä ternimaidon bakteeritasot. (Gelsinger et ai., 2015). Vaikka on yleistä, että tutkimuksissa korostetaan IgG-pitoisuutta yhtenä tärkeimmistä ternimaidon laadun tekijöistä (Godden et al., 2009a; Elsohaby et al., 2017; Heinrichs et al., 2020), bakteerikontaminaatio tulisi sisällyttää sen esiintymiseen. Ternimaidossa voi olla negatiivisia vaikutuksia vastasyntyneisiin vasikoihin (Gelsinger et al., 2015). Ternimaidon lämpökäsittely voi tehostaa IgG:n imeytymistä ja lisätä plasman IgG-pitoisuutta 18,4 % (Gelsinger et al., 2014) samalla kun se on erinomainen tapa vähentää bakteeripopulaatioita ternimaidossa (Heinrichs et al., 2020). On kuitenkin syytä harkita, että lämpökäsittelyä valvotaan tarkasti, koska sen kesto voi vaikuttaa naudan ternimaidon runsaisiin ja vähäisiin proteiineihin (Tacoma et al., 2017). Tacoma et ai. (2017) mainitsi, että muutokset proteomissa voivat vaikuttaa vasikan kehitykseen, kun bioaktiivisia komponentteja vähennetään. Kuitenkaan ei ole raportoitu tietoja, jotka osoittaisivat lämpökäsitellyn ternimaidon ruokinnan negatiivisia vaikutuksia vasikoihin. On raportoitu, että ternimaidon kuumentaminen 60 asteessa 30 tai 60 minuuttia vähentää tai ei vaikuta IgG-pitoisuuteen, vähentää bakteerien määrää eikä vaikuta viskositeettiin (Johnson et al., 2007; Elizondo-Salazar et al., 2010) .
cistanche-edut miehille - vahvistavat immuunijärjestelmää
Kun vasikat eivät saa riittävästi immunoglobuliinia, ne luokitellaan passiivisen immuniteetin epäonnistuneiksi (FPI; Lombard et al., 2020), mikä asettaa heidät suuremmalle riskille sairastua ensimmäisinä elinviikkoina (Renaud et al., 2018; Todd et al., 2018). Vasikoilla katsotaan olevan FPI, kun niiden seerumin IgG-pitoisuus on<10 mg/mL at 24 h of age (Besser et al., 1991; Furman Fratczak et al., 2011; Shivley et al., 2018). In contrast, they are considered to have successful passive immunity (SPI; Lombard et al., 2020) when their serum IgG concentration is >10 mg/mL at 24 h (Weaver et al., 2000; Quigley, 2004; Godden, 2008). Recent studies have discussed that higher serum IgG thresholds to determine FPI should be evaluated. For example, Urie et al. (2018b) stated calves with serum IgG levels >15 mg/mL have reduced morbidity and mortality rates in comparison with the standard cutoff point of 10 mg/ mL IgG that is currently used. Similarly, Furman Fratczak et al. (2011) concluded that calves with serum IgG levels >15 mg/mL did not develop respiratory infections. Reports evaluating beef calves have recommended that serum IgG values of >24 and >27 mg/ml alentaa sairastuvuutta ja lisää painonnousua (Dewell et al., 2006; Waldner ja Rosengren, 2009). Lombard et ai. (2020) ehdotti äskettäin termiä passiivisen immuniteetin siirto (TPI) tulisi korvata yleisempi termi, passiivinen siirto, koska siirretty immuniteetti on passiivinen, mutta ei immunoglobuliinien imeytyminen. Lisäksi Lombard et ai. (2020) esitteli uuden TPI-standardin, joka sisältää seuraavat 4 määriteltyä seerumin IgG-luokkaa: erinomainen, hyvä, kohtalainen ja huono, seerumin IgG-tasot ovat suurempia tai yhtä suuria kuin 25. 0, 18,0 - 24,9, 10,0 - 17,9 ja<10.0 mg/mL, respectively. They suggested that on a herd level, >40, 30, 20 ja 10 % vasikoista tulisi kuulua erinomaisiin, hyviin, kohtuullisiin ja huonoihin TPI-kategorioihin. Ternimaidon ruokinta on tärkeä osa vasikanhoito-ohjelmia (Godden, 2008). Kuitenkin, jos tuoretta ternimaitoa ei ole saatavilla syntymähetkellä tai se ei ole korkealaatuista, viljelijöillä on vaihtoehtona käyttää ternimaidon korvikkeita (CR) or colostrum supplements (Lopez et al., 2020a). Colostrum products are considered replacement feeding when they provide >100 g IgG:tä annosta kohden (McGuirk ja Collins, 2004; Foster et ai., 2006). Ternimaitotuotteet sisältävät<100 g of IgG per dose are considered supplements and are not a complete replacement for maternal colostrum feeding (Quigley et al., 2002). Colostrum replacers should not replace high-quality maternal colostrum feeding but have been determined to provide a valid alternative for immunoglobulins with no negative effect on calf performance (Lago et al., 2018). In contrast, colostrum supplements do not contain sufficient IgG to replace maternal colostrum and are formulated to be given in conjunction with colostrum to enhance IgG concentration (Quigley, 2004; Jones and Heinrichs, 2006).
cistanche tubulosa - parantaa immuunijärjestelmää
Napsauta tästä nähdäksesi Cistanche Enhance Immunity -tuotteet
【Kysy lisää】 Sähköposti:cindy.xue@wecistanche.com / Whats App: 0086 18599088692 / Wechat: 18599088692
TERNITERNIN MERKITYS
Ravitsemus
Vastasyntyneet vasikat tarvitsevat korkealaatuista ternimaitoa, jotta ne imevät tarpeeksi immunoglobuliineja saavuttaakseen onnistuneen TPI:n (Morin et al., 2021a,b). Ternimaito on ensimmäinen lehmän erite rintarauhasen involution jälkeen. Naudan ternimaitoa tuotetaan ja kertyy myöhäisen tiineyden aikana kolostrogeneesiksi määritellyssä prosessissa (Baumrucker ja Bruckmaier, 2014). On raportoitu, että ternimaidon muodostuminen alkaa 3-4 vk ennen poikimista ja loppuu äkillisesti ennen synnytystä (Brandon et ai., 1971). Siitä huolimatta tarkkaa aikaa, jolloin ternimaito muodostuu yksittäisissä lehmissä, ei tiedetä, mikä saattaa osittain selittää ternimaidon laadussa havaitun suuren vaihtelun (Kehoe et al., 2007; Baumrucker et al., 2010). Ternimaito koostuu pääasiassa immunoglobuliineista, jotka antavat vasikalle immuniteetin ensimmäisten elinviikkojen ajan. Lisäksi se on vasikan ensimmäinen ravintoaine syntyessään ja edistää suoliston suojaa patogeeneja vastaan (Foley ja Otterby, 1978; Davis ja Drackley, 1998; Calloway et ai., 2002). Ternimaito on tiivistetty ravintoaineiden lähde, joka sisältää 1,85 kertaa enemmän proteiinia, 4,52 kertaa enemmän proteiinia, 1,68 kertaa enemmän rasvaa ja enemmän kivennäisaineita ja vitamiineja kuin täysmaidossa (Foley ja Otterby, 1978). Naudan ternimaito sisältää laktoosin lisäksi pieniä määriä joitain muita sokereita (eli glukoosia, fruktoosia, glukosamiinia ja galaktosamiinia) ja oligosakkarideja (Gopal ja Gill, 2000). Ternimaito on vasikoille energianlähde ensimmäisten elintuntien aikana, koska ne syntyvät rajallisilla energiavaroilla (Morrill et al., 2012). Vain 3 % vastasyntyneen vasikan painosta on lipidejä, ja se on pääasiassa rakenteellista, mikä rajoittaa sen saatavuutta vasikan aineenvaihduntaan (Morrill et al., 2012). Tämän seurauksena vasikat ovat ensimmäisten elintuntien aikana riippuvaisia äidin ternimaidon lipideistä ja laktoosista energialähteenä (Morrill et al., 2012). Ternimaito sisältää myös hiilihydraatteja, erilaisia muita proteiineja, kasvutekijöitä, entsyymejä, entsyymi-inhibiittoreita, nukleotideja, nukleosideja, sytokiinejä ja rasvoja. (McGrath et ai., 2016). Lisäksi naudan ternimaito sisältää tärkeitä vitamiineja ja kivennäisaineita, kuten kalsiumia, magnesiumia, rautaa, mangaania, sinkkiä, E-vitamiinia, A-vitamiinia, riboflaviinia, karoteenia, B12-vitamiinia, foolihappoa, koliinia ja seleeniä (Foley ja Otterby, 1978). Hammon et ai., 2000). Rasvaliukoisia vitamiineja on pidetty ternimaidon tärkeänä komponenttina; vesiliukoisia vitamiineja ei kuitenkaan ole tutkittu samassa määrin (Kehoe et al., 2007). E-vitamiinin kaksi tärkeintä yhdistettä ovat tokoferolit ja tokotrienolit (Morrissey ja Hill, 2009). Vaikka tokoferolit voivat kuitenkin läpäistä istukan ja varastoida sikiön, vastasyntyneiden vasikoiden tokoferolitasot ovat syntyessään alhaiset, ja ne tarvitsevat ternimaidon kompensoimiseksi (Zanker et al., 2000). Tiedetään, että vitamiinien, kuten rasvaliukoisten vitamiinien, täydentäminen emän kuiva-aikana lisää niiden pitoisuuksia ternimaidossa (Weiss et al., 1990). Erityisesti Weiss et ai. (1990) havaitsivat, että E-vitamiinin lisääminen noin 60 päivän ajan lisäsi ternimaidon tokoferolitasoja. Parrish et ai. (1949) mainitsi, että tokoferolilisä lehmillä nosti A-vitamiinipitoisuutta ternimaidossa. Ternimaito sisältää myös D-vitamiinia, jota lehmät syntetisoivat altistuessaan UV-säteilylle (Bulgari et al., 2013). Fischer-Tlustos et ai. (2020) raportoivat, että ensilypsyternimaidossa ja siirtymämaidossa joidenkin oligosakkaridien, mukaan lukien 3'-sialyylilaktoosi ja 6'-sialyylilaktoosi, pitoisuudet ovat kohonneet maitoon verrattuna, ja he totesivat, että niillä on hyödyllisiä vaikutuksia vasikkaan, kuten suoliston suojaamiseen. limakalvolle tarttumalla bakteereihin (Martín et al., 2002). Kaiken kaikkiaan äidin ternimaito tarjoaa sekä ravinteita että ei-ravintoaineita, jotka auttavat immuunijärjestelmää aktivoitumaan, kypsymään suolistoa ja edistämään elinten kehitystä (Hammon et al., 2020).
Ternimaidon komponentit voivat vaihdella riippuen tekijöistä, kuten rodusta, pariteetista, synnytystä edeltävästä ravinnosta, kuivaajan pituudesta, ruokavaliosta, eläimen iästä ja aikaisemmasta taudille altistumisesta (Parrish et al., 1948; Tsioulpas et al., 2007; Mann et al. al., 2016). Lisäksi ympäristötekijät ja maitorauhasten vuorovaikutus tiettyjen patogeenien kanssa voivat lisätä immuunitekijäpitoisuuksia maidossa (Barrington et al., 1997; Stelwagen et al., 2009). Morrill et al.:n valtakunnallinen arviointi ternimaidon laadusta USA:n maitotiloilla. (2012) tuki Parrishia et al. (1948) ja Tsioulpas et ai. (2007) koskien IgG-pitoisuuden nousua lehmän pariteetin lisääntyessä (42,4, 68,6 ja 95,9 mg/ml ensimmäisessä, toisessa ja kolmannessa laktaatiossa, vastaavasti). Tässä arvioinnissa pääteltiin kuitenkin, että 60 % äidin ternimaiosta USA:n maitotiloilla oli riittämätöntä IgG-pitoisuuden ja bakteerien kokonaismäärän huomioon ottaen (Morrill et al., 2012). Tulokset Kehoe et ai. (2007), Swan et ai. (2007), Baumrucker et ai. (2010) ja Morrill et ai. (2012) ovat raportoineet suurista vaihteluista ternin keskimääräisissä IgG-pitoisuuksissa ja muissa komponenteissa. Baumrucker ja Bruckmaier (2014) tarkastelivat ja korostivat ternimaidon IgG-pitoisuuksien äärimmäistä vaihtelua lehmien välillä. Komponentteja, kuten rasvaa, proteiineja, laktoosia ja kokonaiskiintoaineita, on myös raportoitu huomattavin vaihteluvälein (Kehoe et al., 2007; Morrill., et al., 2012). Rasva voi vaihdella välillä 1 - 26,5 %, laktoosi 1,2 - 5,2 %, proteiini 2,6 - 22,6 % ja kokonaiskiintoainepitoisuus 1,7 - 43,3 % (Kehoe et al., 2007; Morrill., et al., 2012). McGrathin et ai. uudempi katsaus ternimaidon koostumuksesta. (2016) sisälsivät komponentteja, kuten kasvutekijöitä (eli epidermaalinen kasvutekijä, IGF-1 ja IGF-2), sytokiinit, mineraalit ja pH, jossa he tiivistivät, kuinka nämä komponentit vaihtelevat ternimaidossa verrattuna kypsään maitoon.
Vasikoilla on syntyessään epäkypsä immuunijärjestelmä, koska emän istukan rakenne estää emon seerumin IgG:n siirtymisen vasikkaan (Davis ja Drackley, 1998). Naudalla on syndesmokoriaalinen istukka, jossa on 3 äidin ja 3 sikiön kerrosta, jotka toimivat esteinä ja häiritsevät immunoglobuliinin siirtymistä (Blum ja Baumrucker, 2008; Peter, 2013). Tämän seurauksena vasikat syntyvät vasta-aineiden puutteellisina, ja ne ovat riippuvaisia ternimaidon nauttimisesta immunoglobuliinien hankkimiseksi (Davis ja Drackley, 1998; Calloway et ai., 2002). Riittävä ternimaidon ruokinta määrittää, kokeeko vastasyntynyt SPI tai FPI. Passiivisen immuniteetin epäonnistuminen liittyy lisääntyneeseen vasikoiden kuolleisuuteen ja sairastuvuusasteisiin (Furman Fratczak et al., 2011; Urie et al., 2018b). Aiemmat raportit osoittavat, että USA:n kuolleisuus- ja sairastuvuusluvut ovat 7,8 ja 38,5 % (USDA, 2010), mikä on korkeampi kuin suositellut 5 ja 25 prosentin kuolleisuuden ja sairastuvuuden suuntaviivat (Dairy Calf and Hifer Association, 2010). Lisäksi Lora et ai. (2018) raportoi, että alhaiset FPI-tasot vaikuttavat suolistosairauksien esiintymiseen. Lora et ai. (2018) osoittivat korkeamman riskin saada rotavirus ja Cryptosporidium spp. infektiot sekä yleinen ripulin ilmaantuvuus vasikoilla, joilla on FPI. Lisäksi on osoitettu, että riittävällä ternimaidon ruokinnalla voi olla myönteinen pitkän aikavälin vaikutus eläimeen, koska ternimaidon niellyillä immunoglobuliineilla voi olla vaikutusta tuotantoon ja tulevaan kasvuun (Denise et al., 1989). Toisen ternimaitoaterian 5–6 tuntia synnytyksen jälkeen osoitettiin vähentävän sairastuvuutta ja parantavan ADG-vieroitusta (Abuelo et al., 2021). Kuitenkin Cuttance et ai. (2019) raportoi, että FPI:llä ei ollut vaikutusta tuottavuuteen, mukaan lukien maidontuotanto, kasvu, lisääntyminen ja imetys. Korkeiden IgG-pitoisuuksien varmistamiseksi ternimaito on kerättävä ensimmäiseen lypsyyn välittömästi synnytyksen jälkeen, koska ternimaidon laatu heikkenee seuraavissa lypsyissä (Stott et al., 1981). On osoitettu, että IgG vähenee korjatussa ternimaidossa, kun poikimisen ja ternimaidon keräämisen välinen aika pitenee (Morin et al., 2010). Erityisesti ternimaidon IgG-pitoisuudet ovat korkeammat, kun se kerätään 2 tunnin sisällä synnytyksestä, koska sen ternimaidon IgG-pitoisuus pienenee merkittävästi, kun se kerätään 6, 10 ja 14 tuntia poikimisen jälkeen (Moore et al., 2005). Varhaiset raportit totesivat, että 300–400 g immunoglobuliineja vaadittiin vastasyntyneiden täydelliseen suojaamiseen patogeeneiltä (Roy, 1980). Nykyinen suositus on kuitenkin, että 150–200 g IgG:tä on ruokittava syntyessään, jotta vasikat saavuttavat SPI:n (Chigerwe et al., 2008), mutta Godden et al. (2019) ehdottavat yli 300 g:n kokonaismassan syöttämistä. Vaikka vasikka saavuttaisi SPI:n ternimaidon nauttimisen kautta, on välttämätöntä huomata, että vasikan immuniteetti ei riipu ainoastaan SPI:n saavuttamisesta, vaan tasapainosta sen immuunitilan ja ympäristön taudinaiheuttajille altistumisen välillä, mukaan lukien hoito ja ravinto.
cistanche tubulosa - parantaa immuunijärjestelmää
IMMUNOGLOBULIIINIT JA MUUT TERNITERNIN KOMPONENTIT
Immunoglobuliinien siirtyminen lehmän verenkierrosta ternimaitoon tapahtuu solunsisäisen kuljetusmekanismin kautta. On epiteelireseptoreita, jotka helpottavat IgG:n siirtymistä verestä maitorauhaseen (Larson et ai., 1980). Yleisesti ottaen immunoglobuliinit ovat tärkeimmät naudan ternimaidon immuunikomponentit (Stelwagen et al., 2009). Ternimaidossa vallitseva immunoglobuliini, IgG1, otetaan talteen solunulkoisesta nesteestä ja kuljetetaan luminaalisiin eritteisiin (Larson et ai., 1980). Immunoglobuliinien yleinen kuljetusprosessi alkaa 5 viikkoa ennen synnytystä ja saavuttaa huippunsa 1-3 päivää ennen synnytystä (Sasaki et ai., 1976). Bush et ai. (1971) sekä Oyeniyi ja Hunter (1978) raportoivat, että ternimaidon IgG-pitoisuudet laskevat peräkkäisten lypsyjen myötä synnytyksen jälkeen, mikä tekee ensimmäisestä lypsystä synnytyksen jälkeen korkeimman IgG-pitoisuuden. IgG-pitoisuuden vähenemisen ovat osoittaneet Morin et ai. (2010) on oltava 3,7 % jokaista seuraavaa ternimaidonkorjuutuntia kohti synnytyksen jälkeen. Kuitenkin, koska IgG:tä löytyy edelleen myöhemmissä synnytyksen jälkeisissä lypsissä (Stott et al., 1981), toisen ja kolmannen lypsyn ternimaito voi silti olla hyödyllistä vasikoille, kun sitä on saatavilla. Esimerkiksi Lopez et ai. (2020a) ei raportoinut FPI:tä vasikoilla, joille oli ruokittu toisen ja kolmannen lypsyn ternimaitoa, johon oli lisätty ensimmäisenä ruokintana 40 g CR:ää. Naudan ternimaito sisältää tyypillisesti korkean pitoisuuden immunoglobuliineja, erityisesti IgG:tä muiden immunoglobuliinien sijaan. IgG-luokka on tärkein immunoglobuliiniluokka, joka siirtyy ternimaidon kautta, erityisesti IgG1-alaluokka, kuten edellä mainittiin. Ternimaidon IgG1:n ja IgG2:n suhde on noin 7:1, ja ternimaito sisältää myös pienempiä määriä IgA:ta ja IgM:ää (Butler et ai., 1974). Lisäksi naudan ternimaito sisältää eläviä leukosyyttejä (eli neutrofiilejä ja makrofageja), jotka edistävät maidon eritteiden immuunikomponenttien osaa. Naudan IgG-pitoisuus vaihtelee välillä 50 - 150 mg/ml, josta noin 85 - 95 % on IgG:tä, 7 % IgM:ää ja 5 % IgA:ta (Butler, 1969; Sasaki et ai., 1976; Larson et ai., 1980) ). Tämä vaihteluväli raportoitiin myös erityisissä tutkimuksissa, kuten Morin et ai. (2010), jossa IgG-pitoisuudet vaihtelivat<10 to 120 g/L, and total masses produced ranged from 11 to 681 g. However, it must be appreciated that these percentages can vary greatly among cows. A study conducted by Newby et al. (1982) reported concentrations of IgG, IgA, and IgM of 75, 4.4, and 4.9 mg/mL, respectively. The mammary gland regulates the different immunoglobulin class concentrations in colostrum, although the mammary epithelium is generally not involved in their synthesis (Stelwagen et al., 2009). These immunoglobulins appear or can enter the colostrum via a paracellular route from intracellular tight junctions (Lacy-Hulbert et al., 1999), but the majority enter through a selective receptor-mediated intracellular route (Stelwagen et al., 2009). However, the mammary gland regulates the immunoglobulin concentrations present in colostrum and also contributes to immunoglobulin appearance by in situ production of its intramammary plasma cells (Stelwagen et al., 2009). The source of different immunoglobulins could be blood-derived or synthesized by intramammary plasma cells (Stelwagen et al., 2009). Overall, the main function of all these types of immunoglobulins is to detect the presence of pathogens present in the calf and eventually protect the animal against them. In general, immunoglobulins are monomeric glycoproteins with high molecular weight and composed of 4-chain molecules, with 2 light (short) and 2 heavy (long) polypeptide chains attached by disulfide bonds (Butler, 1969; Larson, 1992). The IgG class is the major immunoglobulin transferred via colostrum (85–90%). However, IgG1 represents 80 to 90% of total IgG (Butler et al., 1974; Sasaki et al., 1976, Larson et al., 1980). Immunoglobulin G is involved in various activities such as bacterial opsonization and binding to pathogens to inactivate them (Lilius and Marnila, 2001). Immunoglobulin G1 is the primary protein involved in the TPI (Butler, 1969; Butler et al., 1974). The role of IgM is to identify and destroy bacteria present in the calf's bloodstream; it functions as a mechanism to fight septicemia and is the principal agglutinating antibody. In addition, IgM has been identified to be the first immunoglobulin to appear in the B lymphocytes (Klein, 1982) and to play a role against mastitis when present in milk (Frenyo et al., 1987). The role of IgA is to prevent the attachment of pathogens and entrance into the intestine by protecting the mucosal membranes (Butler, 1969, 1983; Larson et al., 1980; Blättler et al., 2001; Răducan et al., 2013). Immunoglobulin E is also found in colostrum, though it is only known for its contribution to skin-sensitizing activity (Butler, 1983). In general, some reports mention that calves start producing their own antibodies, or endogenous production, at approximately 3 wk of age (Devery et al., 1979; Kertz et al., 2017). When determined by clearance of 125I-labeled IgG1, passively acquired IgG has an estimated half-life of 11.5 to 17.9 d (Besser, 1993; Besser et al., 1988; Sasaki et al., 1977). In addition, Murphy et al. (2014) reported that the half-life of IgG derived from maternal colostrum was longer than from CR. They reported that IgG from colostrum had a half-life of 28.5 d and IgG from CR had a half-life of 19.1 d. Nevertheless, Quigley et al. (2017) reported a higher half-life of 23.9 d for calves fed a CR that was followed by an increase until week 8. It has to be considered that Quigley et al. (2017) fed a high dose of total IgG, 450 g, which may have contributed to this higher half-life. This change in IgG level is due to normal catabolism the molecules experience (Matte et al., 1982). Macdougall and Mulligan (1969) mentioned that this catabolism rate is about 6% per day for the first 14 days of life of a newborn calf. Lopez et al. (2020b) fed either colostrum, CR, or a mixture and showed a linear decrease in IgG levels from initial levels at 24 h to nadir was 0.44 mg/mL per day for all treatments. Moreover, Quigley et al. (2017) discussed that the increase of IgG they observed from 4 wk until 8 wk could be associated with a higher IgG de novo synthesis rather than the decay of IgG derived from maternal concentrations. However, others report that endogenous production depends on IgG consumption. Husband and Lascelles (1975) and Pauletti et al. (2003) have discussed that calves that are not fed colostrum or any source of immunoglobulins experience earlier endogenous antibody production than colostrum-fed calves.
Hallberg et al. (1995) and Andrew (2001) described that colostrum has a higher SCC than regular milk. This increase in SCC is not due to mastitis infection or disease but a result of a physiological feature described as the passage of cells through gaps in the junctions of mammary epithelial cells (Nguyen and Neville, 1998). A study conducted by Ontsouka et al. (2003) demonstrated this SCC difference between colostrum and mature milk. The results reported a mean SCC for colostrum at d 2 of 1,479,000 ± 585,000 cells/mL compared with a mean SCC of mature milk (wk 4) of 41,000 ± 15,000 cells/mL. Bovine colostrum can also be a source of pathogens to a newborn calf, such as Escherichia coli, Salmonella spp., Mycoplasma spp., and Mycobacterium avium ssp. paratuberculosis (Houser et al., 2008). These pathogens originate from cow mammary gland infections, improper colostrum storage or handling, and incorrect colostrum harvest (Streeter et al., 1995; Stewart et al., 2005). Colostrum is considered to be of good quality when its IgG concentration is >50 mg/ml, bakteerimäärä on<100,000 cfu/mL and coliform counts are <10,000 cfu/mL (McGuirk and Collins, 2004; Chigerwe et al., 2008).
Toinen kiinnostava komponentti on trypsiini-inhibiittoripitoisuudet naudan ternimaidossa, koska se voi mahdollisesti estää joidenkin komponenttien proteolyyttistä hajoamista (Quigley et ai., 2005a). Trypsiini-inhibiittori näyttää säilyttävän aktiivisuuden ja edistävän ternimaidon komponenttien imeytymistä (Hernández-Castellano et al., 2014). On kuitenkin otettava huomioon, että vaikka ternimaidon lämpökäsittely saattaa olla hyödyllistä (Gelsinger et al., 2015; Saldana et al., 2019), se vähentää myös trypsiini-inhibiittoripitoisuuksia (Mann et al., 2020). Ternimaidon trypsiini-inhibiittoripitoisuudet synnytyksen jälkeen ovat korkeat verrattuna kypsään maitoon ja laskevat noin sadasosan 2 vkolla synnytyksen jälkeen (Sandholm ja Honkanen-Buzalski, 1979). Quigley et ai. (1995a) raportoivat trypsiini-inhibiittoripitoisuuksiksi äidin ternimaiossa 56 mg, mikä on raportoitu milligrammoina estettyä trypsiiniä desilitraa kohti ternimaitoa. He totesivat, että trypsiini-inhibiittorien esiintyminen korreloi kokonaisimmunoglobuliinien (r=0.54), rasvan, N:n kokonaismäärän (r=0.70), proteiinin N:n (r=0.70) kanssa. ), nonkaseiini N (r=0.64) ja TS (r=0.66) ternimaidossa. Quigley et ai. (1995a) päättelivät, että korkeamman immunoglobuliinipitoisuuden omaava ternimaito sisältää korkeamman trypsiini-inhibiittoripitoisuuden ja päinvastoin heikkolaatuisessa ternimaiossa on vähemmän trypsiini-inhibiittoripitoisuutta, mikä saattaa vaikuttaa TPI:hen. Quigley et ai. (1995b) havaitsivat, että 1 g soijapavun trypsiini-inhibiittoria lisäämällä 1 litraan vastasyntyneille Jersey-vasikoille syötettyä ternimaitoa nosti seerumin IgG-pitoisuudet 27,9:stä 34,4 mg:aan/ml. Trypsiini-inhibiittoreiden lisäksi muita kiinnostavia komponentteja ovat laktoferriini ja transferriini; jotka ovat rautaa sitovia proteiineja (Jenness, 1982). Transferriinin ja laktoferriinin pitoisuuksien on havaittu olevan korkeampia ensilypsyternimaidossa (1,07 ja 0,83 mg/ml) verrattuna jatkolypsyihin, joissa pitoisuudet ovat lähes mitättömiä noin 3 viikkoa synnytyksen jälkeen (0,02 ja 0,09 mg/ml). Sánchez et ai., 1988). Yhden näiden komponenttien biologisista toiminnoista uskotaan liittyvän vastasyntyneen suolistoflooran valintaan (Ribadeau-Dumas, 1983).
cistanche tubulosa - parantaa immuunijärjestelmää
IgG:n IMEYTYMINEN VASTASYNTYNEESSÄ PASIKASSA
Ternimaitoa tulee ruokkia välittömästi vasikan syntymän jälkeen, eikä sitä saa viivyttää suojaavan passiivisen immuniteetin aikaansaamiseksi (Fischer et al., 2018). Vastasyntyneet vasikat eivät ole vielä kehittäneet immuunijärjestelmäänsä syntyessään (Nocek et al., 1984; Stelwagen et al., 2009). On tärkeää ruokkia vastasyntyneitä ensilypsyternimaidolla, koska ternimaito IgG-, M- ja A-pitoisuudet laskevat eri nopeuksilla, kun synnytyksen jälkeisten lypsyjen määrä lisääntyy (Stott et al., 1981). Ternimaidon ruokinnan ajoitus on ratkaisevan tärkeää korkean IgG-absorptionopeuden saavuttamiseksi. Immunoglobuliinien siirtyminen ternimaidosta vasikan verenkiertoon johtuu tilapäisestä kyvystä imeä proteiineja suolistossa ensimmäisten elintuntien aikana. Noin 24 tuntia syntymän jälkeen suoliston solut eivät enää pysty absorboimaan ja kuljettamaan näitä immunoglobuliineja tai muita suuria molekyylejä. Tämän läpäisevyyden sulkeutumisen raportoivat McCoy et ai. (1970) tutkimuksessa, joka osoitti, että ternimaidon syöttäminen 24 tuntia syntymän jälkeen ei muuttanut seerumin globuliinitasoa. Tämän seurauksena voidaan olettaa, että suolisto oli tuolloin läpäisemätön ternimaidon proteiineille ja että ternimaidon syöttäminen 24 tuntia syntymän jälkeen ei ole sopivaa. Yleensä ternimaidon verenkiertoon imeytyneiden kokonaisvasta-aineiden, AEA, prosenttiosuus vaihtelee välillä 20-35 %, vaikka korkealaatuista ternimaitoa tarjotaan (Quigley ja Drewry, 1998; Jones ja Heinrichs, 2006). AEA kuitenkin vaihtelee tutkimusten välillä, ja jotkut raportit ovat osoittaneet arvoja tämän alueen ulkopuolella. Esimerkiksi Lago et ai. (2018) raportoivat vaihteluvälin 32,6–76,9 % ja keskimäärin 35,9 % vasikoilla, joille on syötetty emon ternimaitoa IgG-pitoisuudella 63,6 g/l. Myös Halleran et ai. (2017) raportoivat vaihteluvälin 10 ja 50 % välillä eikä mitään yhteyttä syötetyn IgG:n kokonaismäärän ja AEA:n välillä. He kuitenkin arvioivat vasikan painon ja käyttivät arvioitua 7 %:n plasmatilavuutta, mikä olisi voinut vaikuttaa heidän johtopäätöksiinsä. Fischer et ai. (2018) totesivat, että ternimaidon ruokinnan viivästäminen 6 tai 12 tunnilla vaikuttaa IgG:n passiiviseen siirtoon ja että ternimaidon ruokinnan viivästyminen toisin kuin syntymähetken ruokinta voi vaikuttaa suolen läpäisevyyden sulkeutumiseen ja vähentää AEA:ta. Jotkut tärkeimmistä tekijöistä, jotka vaikuttavat vasikoiden absorboiman IgG-massaan, ovat syntymän jälkeen tarjotun ternimaidon laatu (IgG-pitoisuus) ja määrä (ruokintamäärä) (Godden, 2008). Ternimaidon ruokinnan lisäksi vastasyntyneiden vasikoiden SPI:n varmistamiseksi on harjoitettava asianmukaisia hoitokäytäntöjä sairastuvuusasteiden minimoimiseksi (Quigley et al., 2017).
Yleensä immunoglobuliinit imeytyvät vastasyntyneen ohutsuolen epiteeliin, kulkevat imusolmukkeiden läpi ja päätyvät lopulta systeemiseen verenkiertoon rintatiehyen kautta (Comline et al., 1951; Bush ja Staley, 1980; Besser ja Gay, 1994). . On olemassa yhdistelmä immunoglobuliinin puhdistumaa ja endogeenisen tuotannon alkamista vasikan elimistössä. Uskotaan, että vastasyntyneet poistavat noin 70 % nautitusta IgG:stä suolen luumenin kautta (Besser et ai., 1988). Lisäksi immunoglobuliineja on löydetty maha-suolikanavasta, jossa ne toimivat antigeenin sitojina (Besser et ai., 1988). Uskotaan, että vasikat aloittavat endogeenisen IgG-synteesin 36 tunnin ja 3 viikon iässä (Devery et ai., 1979). On kuitenkin tutkittu, että ternimaitoa saaneet vasikat tai vasikat, joille ei ole ruokittu riittävästi ternimaitoa, alkavat tuottaa vasta-aineita varhaisemmassa iässä (Husband ja Lascelles, 1975) ja että niillä on jo noin 2-vuotiaana samanlainen soluvälitteinen immuunivaste kuin aikuisella lehmällä. viikon iässä (Barrington ja Parish, 2001). Comline et ai. (1951) kanyloivat vastasyntyneet Jersey-vasikat pohjukaissuoleen, umpisuoleen ja rintakehätiehyen sekä antoivat rasvatonta ternimaitoa suoraan suoleen tutkiakseen immunoglobuliinien imeytymisreittiä. He havaitsivat, että globuliinit eivät kulje suoraan portaaliverenkiertoon, vaan pikemminkin imusolmukkeissa ja sitten perifeeriseen vereen. Erityisesti ymmärretään, että immunoglobuliinin absorptio suolistossa on ei-selektiivistä ja se saadaan aikaan pinosytoosimekanismilla (Besser ja Gay, 1994). Staley et ai. (1972) mainitsi, että suolella on tietty selektiivisyys; He päättelivät kuitenkin, että vaikka vastasyntyneen suolistossa voi imeä heterologisia proteiineja tai se on läpäisevä niille, se ei absorboi ferritiiniä. Samoin Bush ja Staley (1980) mainitsivat myös, että immunoglobuliinin imeytyminen suolistossa tapahtuu apikaalisella putkimaisella järjestelmällä, joka absorboi vain tiettyjä aineita. On tekijöitä, joiden on osoitettu häiritsevän IgG:tä. Esimerkiksi ternimaidon bakteerikontaminaatio voi vaikuttaa imeytymiseen, koska bakteerit voivat sitoutua tähän molekyyliin ja siten vaikuttaa sen imeytymiseen (Gelsinger et al., 2014). Tämä ongelma on ratkaistu lämpökäsittelyllä ternimaito, jossa on osoitettu, että se lisää seerumin IgG-pitoisuutta vastasyntyneillä vasikoilla 24 tunnin kohdalla (Gelsinger et al., 2014, 2015; Saldana et al., 2019). On myös otettava huomioon, että kaikki immunoglobuliinit eivät pääse systeemiseen verenkiertoon tai niitä voi löytää siitä, koska jotkut voivat kulkeutua muita reittejä plasman sijasta tai erittyä ulosteisiin (Matte et ai., 1982).
Terniruokintamenetelmät
Tuottajien on otettava huomioon ruokkimansa ternimaitomäärä varmistaakseen SPI:n vastasyntyneillä vasikoilla. Riittävän ternimaidon kulutuksen varmistamiseksi tuottajien ei pitäisi luottaa ternimaitoon, jota vasikka voi imeä emostaan (McCoy et al., 1970), koska ei ole mahdollista mitata vasikan ternimaidon määrää ja aikaa syntymän jälkeen. Tämä viivästys, jolloin vasikka pystyy imemään, on ratkaisevan tärkeää, koska 2–6, 7–12, 13–24 tai 25–48 tunnin viivästyneellä imemisellä kuolleisuusaste on 5, 8, 11 ja 20 prosenttia. Margerison ja Downey, 2005). On raportoitu, että 25–30 % vasikoista ei imeydy emästä 6 tuntiin mennessä ja noin 20 % ei imeydy 18 tuntiin mennessä (Moran, 2012). Tämä osoittaa, kuinka pelkkä vasikan salliminen imeä ternimaitoa emostaan voi vaikuttaa sen FPI:hen (Besser et al., 1991), koska vasikka ei pysty vapaaehtoisesti nauttimaan riittävästi ternimaitoa. Mielenkiintoista on, että Stott et ai. (1979a) raportoivat, että imeytymisnopeus ja maksimaalinen IgG-absorptio olivat parempia vasikoilla, jotka imevät ternimaitoa emostaan verrattuna pullosta ruokittuihin vasikoihin. Stott et ai. (1979a) ja Selman et ai. (1971) olettivat, että on olemassa emäysvaikutus, joka siirtyy vasikkaan tuoreen ternimaidon imemisen yhteydessä. Tämä vaikutus voisi toimia lähettitekijänä, joka saattaa stimuloida imeytyvien solujen aktiivisuutta suoliston epiteelissä; tämän tueksi ei kuitenkaan ole riittävästi todisteita (Stott et al., 1979a). Lisäksi useimmissa raporteissa vasikoilla, jotka saavat imettää vain emoaan, on alhaisemmat seerumin IgG-pitoisuudet ja ne ovat alttiimpia taudeille kuin käsin ruokitut vasikat (Brignole ja Stott, 1980; Nocek et al., 1984; Besser et al., 1991). Haines ja Godden (2011) arvioivat emätyksen vaikutuksia tekemällä keinotekoisen emätyksen, joka sisälsi vastasyntyneiden vasikoiden sanallisen ja fyysisen stimulaation. He eivät raportoineet eroja IgG:n imeytymisessä niiden vasikoiden välillä, jotka saivat keinoemätyksen tai eivät (15 ja 13,9 mg/ml, vastaavasti).
Äidin ternimaitoa voidaan ruokkia nännipullolla, ämpärillä tai ruokatorven syöttölaitteella (Jones ja Heinrichs, 2006). Ruokatorven syöttölaitteen käyttöä suositellaan usein tarvittavan suuren nestemäärän vuoksi. Yleisin ruokintamenetelmänä ruokittiin käsin ämpäri- tai nännipullosta (64 %) ja vähiten ruokatorven syöttölaitteen käyttö (2,3 %; Heinrichs et al., 1994). Uudemmat tiedot NAHMS:stä (2014) raportoivat, että 81,6, 15,7 ja 2,7 % hiehoista ruokittiin vain käsiruokinnan kautta (mukaan lukien ruokatorven ruokinta), sekä käsiruokinta että imetysemä ja vain imetysemä. Kaiken tyyppisillä ternimaidon ruokimilla on kyky tarjota vastasyntyneelle tarvittava ja riittävä määrä ravintoaineita ja immunoglobuliineja, jos otetaan huomioon oikeat ternimaidon laatu- ja ruokintamäärät (Roy, 1972). Ruokatorven syöttimen käyttö sisältää kuitenkin riskejä, jos se on asetettu väärin vasikkaan, vaurioittaa ruokatorvea tai, mikä vielä tärkeämpää, nesteen imeytyminen keuhkoihin (Jones ja Heinrichs, 2006). Ternimaidon syöttämisen ruokatorven kautta vastasyntyneille vasikoille on raportoitu olevan aikaa säästävä ja optimaalinen menetelmä onnistuneen IgG:n passiivisen siirron saavuttamiseksi. (LateurRowet ja Breukink, 1983; Elizondo-Salazar et ai., 2011). Yksi tähän menetelmään liittyvä mahdollinen haitta on kuitenkin se, että ruokatorven uurrefleksiä ei esiinny, kun vasikoita ruokitaan ruokatorven syöttölaitteilla. Aina kun vasikat eivät koe ruokatorven uurrefleksiä, ternimaito tulee etuvatsaan ennen vatsalihasta ja sitten ohutsuoleen. Sitä vastoin, jos vasikka imee emostaan tai sitä ruokitaan nännipullon kautta, ruokatorven urarefleksi tapahtuu ja ternimaito menee suoraan vatsalihakseen, mikä johtaa nopeampaan kuljetukseen ohutsuoleen. Kuitenkin, kun vasikoita ruokitaan ruokatorven syöttimen kautta, ternimaito kulkeutuu etumahasta (reticulorumen) vatsaan muutamassa minuutissa, eikä se vaikuta immunoglobuliinin imeytymiseen (Lateur-Rowet ja Breukink, 1983). Elizondo-Salazar et ai. (2011) teki tutkimuksen vertaillakseen eroja IgG:n imeytymisessä niiden vasikoiden välillä, joita ruokittiin ternimaitoa nännipullon tai ruokatorven syöttimen kautta. He eivät löytäneet eroja seerumin IgG-pitoisuudessa 24 tunnin kuluttua tai AEA-nopeuksilla, mikä viittaa siihen, että ruokatorven syöttimen käyttö ei vähennä IgG:n imeytymistä. Vastaavasti Desjardins-Morrissette et ai. (2018) eivät havainneet eroja IgG:n imeytymisessä, kun korkealaatuista ternimaitoa syötettiin joko ruokatorven syöttölaitteella tai nännipullolla, eikä ruokatorven syöttölaite tai nännipulloruokinta vaikuttanut vatsan tyhjenemiseen ohutsuoleen. Besser et ai. (1985) päättelivät, että ternimaidon syöttäminen ruokatorven syöttimellä virtaa nopeasti etumahasta vatsaan ja ohutsuoleen, mikä tarjoaa tehokkaan ja riittävän immunoglobuliinien imeytymisen. Toinen Besser et ai. (1991) arvioivat kolme menetelmää ternimaidon ruokkimiseksi lypsyvasikoille ja havaitsivat, että putkiruokinta oli hyvä vaihtoehto SPI:n saavuttamiseksi. Besserin et al. (1991) havaitsivat 3 laumaa, joissa vastasyntyneille annettiin ternimaitoa joko emoista, nännipulloruokinnasta tai ruokatorven letkuruokinnasta. Passiivisen immuniteetin epäonnistuminen (IgG-pitoisuus < 10 mg/ml) eri menetelmien joukossa oli 61,4, 19,3 ja 10,8 %. Nämä tulokset voidaan selittää kyvyllä ruokkia suurempi määrä ternimaitoa emon imetykseen vaihtoehtoisilla menetelmillä, mikä varmistaa SPI:n.
On syytä huomata, että useimmissa tilanteissa, joissa syötetään suuria määriä ternimaitoa, AEA:lla on taipumus pienentyä. Tämä voidaan selittää sillä ehdotuksella, että tietyssä ajassa imeytyvän IgG:n määrälle voi olla yläraja (Saldana et al., 2019). Lopez et ai. (2020a) raportoivat samankaltaisista tuloksista, joissa AEA pieneni, kun enemmän IgG-kokonaismassaa syötettiin suurella ternimaitojauholla, 3,78 litraa syntymän yhteydessä. Lopez et ai. (2020a) havaitsivat myös, että IgG:n imeytymisen yläraja saattaa olla olemassa AEA:n vähenemisen vuoksi, kun suurempia IgG-annoksia syötettiin yhdessä ternimaidon kanssa, joka sisältää suurempia määriä kokonaiskiintoainetta.
When colostrum reaches the abomasum, it forms a curd from the reaction of renin with casein and milk fat, which separates out the whey. Curd formation occurs in milk, colostrum, and CR or milk replacers that have casein and milk fat, as they are the molecules to which chymosin specifically binds (Yvon et al., 1984; Longenbach and Heinrichs, 1998). This curd formation is somewhat detrimental to the digestion and absorption of IgG and other nutrients found in colostrum (Miyazaki et al., 2017). It is attributed to the fact that IgG is found in the whey portion of colostrum (Besser and Osborn, 1993) and permits a faster release to the intestine for absorption while leaving fat and casein in the abomasum for later absorption (Cruywagen et al., 1990). Data from Cabral et al. (2014) and Besser and Osborn (1993) suggest that casein competes with IgG for absorption in the intestinal tract, and, as a result, AEA of IgG may be negatively affected. Also, Davenport et al. (2000) demonstrated that the addition of large amounts of casein (>500 g) ternimaitossa voi vaikuttaa IgG:n imeytymisnopeuksiin, mikä taas viittaa siihen, että IgG:n imeytyminen voi parantua, jos kaseiinia puuttuu tai sitä on vähän. Samoin Lopez et ai. (2020a) havaitsivat, että kaupallisen CR:n ruokinta, josta oli poistettu kaseiini, lisäsi AEA:ta 24,4:stä 40,1 prosenttiin verrattuna korkealaatuiseen äidin ternimaitoon (106 g/l IgG:tä). Lisäksi he raportoivat, että huonolaatuisen äidin ternimaidon (30 g/l immunoglobuliineja; alhainen kokonaiskiintoainepitoisuus) täydentäminen CR:llä, josta oli poistettu kaseiini, nosti AEA:ta 54,3 prosenttiin. Vaikka he eivät voineet määritellä mekanismia, joka nosti AEA:n keskiarvon yläpuolelle, Lopez et al. (2020a) ehdottivat, että tämän aterian alhainen osmolaalisuus, vähentynyt kaseiini ja pienempi kokonaismäärä kiintoaineiden olisi voinut vaikuttaa IgG:n imeytymiseen. Cabral et ai. (2014) ehdottivat, että NaHC03:n lisääminen CR:ään voi parantaa sen hyytymisominaisuuksia kaseiinipitoisuuden lisääntymisen vuoksi. On ehdotettu, että kaseiinin koaguloituminen tai juustomassan muodostuminen voisi olla hyödyllistä IgG:n imeytymiselle (Cabral et al., 2014; Miyazaki et al., 2017). Kuitenkin, jos niitä on liikaa, se voi lisätä ternimaidon osmolaliteettia. Tämä johtaa hitaampaan siirtymisnopeuteen abomasumista suolistoon ja siten alentuneeseen vatsan tyhjenemisnopeuteen (Constable et al., 2009; Cabral et al., 2014; Burgstaller et al., 2017). Constable et ai. (2009) osoittivat, että bikarbonaattia, asetaattia ja sitraattia sisältävän oraalisen rehydraatioliuoksen lisääminen lisää lehmänmaidon osmolaliteettia ja siten hidastaa abomasaalisen tyhjennysnopeutta. Tämä voi hidastaa immunoglobuliinien imeytymistä, jos ne ovat loukussa juustomassa. Ternimaidon osmolaliteetti voi vaihdella niiden eri valmistustekniikoiden vuoksi, mutta noin 300 mOsm:n arvoja on raportoitu (Cabral et al., 2014), ja Quigley et al. (2019) raportoivat äidin ternimaidon keskimääräiseksi osmolaliteettiarvoksi 332 mOsm. Yleensä nisäkkään (ihmisen) maidon osmolaliteetti on keskimäärin 300 mOsm/kg (Rochow et al., 2013). Osmolaliteetti lisääntyy, kun maitoon tai ternimaitoon lisätään muita tuotteita; esimerkiksi NaHC03:n lisääminen CR:ään nosti sen osmolaliteettia 301 mm:stä 515 mm:iin (Cabral et al., 2014), mutta se vaihtelee proteiinipitoisuuden ja lähteen mukaan (Burgstaller et al., 2017). Naudanmaidon osmolaliteettiarvot vaihtelevat välillä 275-285 mOsm/L, kun taas jotkin maidonkorvikkeet nousevat 600 mOsm/L:iin.
Analysoimalla Saldanan et al. (2019), joka liittyy IgG:n imeytymisen ylärajan olemassaoloon, johtaa olettamukseen, että mahdollista suolen saturaatiota on olemassa, mitä on aiemmin spekuloitu, mutta jota ei ole osoitettu perusteellisesti. Tämän konseptin ehdottivat ensimmäisenä Besser et ai. (1985), joka totesi, että vasikoilla voi olla fysiologinen rajoitus IgG:n määrälle, jonka ne voivat imeä määrätyissä määrissä ruokittua ternimaitoa. Besser et ai. (1985) ehdottivat, että yksi mahdollinen mekanismi tälle vaikutukselle voisi olla makromolekyylien kuljetusmekanismin kyllästyminen, joka vastaa IgG-molekyylien imemisestä suolistossa. Tämä mahdollinen kyllästyminen liittyy CR-syötetyn ternimaidon koostumukseen, mukaan lukien IgG ja kokonaiskiintoainepitoisuus, mutta osmolaliteetilla voi olla tärkeä rooli.
TERNIPITOJEN VOITTAMINEN
Varastointi
Koska ternimaito on erittäin tärkeä vastasyntyneille vasikoille, jokaisella maitotilalla on oltava saatavilla riittävästi korkealaatuista, taudista vapaata ternimaitoa. Jos emot eivät pysty tuottamaan tällaista ternimaitoa, tiloilla on oltava lisästrategia, jolla varmistetaan vastasyntyneen vasikan riittävä ternimaito. Ylimääräisen ternimaidon varastointi on taloudellinen vaihtoehto. Ternimaitoa voidaan säilyttää jäähdyttämällä tai pakastamalla, mutta se pidetään yleensä pakastettuna laadun säilyttämiseksi ja bakteerien kasvun estämiseksi. Erilaiset säilytysmenetelmät vaikuttavat ternimaidon laatuun johtuen erilaisista vaikutuksista bakteerien kasvuun (Morrill et al., 2012). Tiedetään, että tiloilla ei joskus ole kunnollisia ternimaidon varastointiprotokollia. Jos tuoretta ternimaitoa ei syötetä 2 tunnin kuluessa keräämisestä, jäähdytys 4 asteessa pienikokoisissa astioissa voi säilyttää sen solukomponentit ja immunoglobuliinikoostumuksen lyhyen aikaa (Manohar et al., 1997). Ympäristön lämpötilaan jätetyn ternimaidon on osoitettu lisäävän nopeasti bakteerien lisääntymistä (Stewart et al., 2005), ja Morrill et al. (2012) raportoi, että jäähdytettyjen ternimaitonäytteiden kokonaismäärä oli jopa 1 miljoona pmy/ml. Stewart et ai. (2005) osoittivat, että ternimaidon bakteerimäärät ovat useimmiten alhaisia lehmän sadonkorjuun yhteydessä, mutta siirto ämpäriin tai säilytysastioihin on vaihe, jossa ternimaito saastuttaa usein bakteereja. Useimmissa suosituksissa todetaan, että ternimaitoa ei tulisi säilyttää yli 48 tuntia jääkaapissa, koska jotkut bakteerit voivat lisääntyä keskimääräisellä kasvunopeudella jopa kylmissä olosuhteissa (Stewart et al., 2005). Tätä tekniikkaa suositellaan vain lyhytaikaisena varastointivaihtoehtona, koska ternimaidon pakastaminen on paras tapa säilyttää se ja se voi estää ravinteiden ja IgG-pitoisuuden hajoamisen yli vuoden ajan (Foley ja Otterby, 1978; Davis ja Drackley, 1998). Bakteerien lisääntymisen lisäksi ternimaidon varastointitekniikoista on myös arvioitu mahdollisia vaikutuksia vasikan seerumin IgG-pitoisuuksiin. Aiemmin pakastetun pastöroidun ternimaidon tai juuri korjatun ternimaidon ruokkiminen on johtanut vasikoihin, joilla on korkein seerumin IgG-pitoisuus verrattuna vasikoihin, joille on ruokittu 48 tuntia 4, 13 tai 22 asteessa säilytettyä ternimaitoa (Cummins et al., 2017). Tämän seurauksena tuoretta tai aiemmin pakastettua ternimaitoa pidetään sekä hyväksyttävinä säilytys- että ruokintatekniikoina (Holloway et al., 2001).
Ternimaidon korvaaja
Varhaisessa CR:ssä ei ollut suurempi tai yhtä suuri kuin 100 g IgG:tä annosta kohden Quigley et ai. (2001). Tämän seurauksena muita aineosia (esim. dekstroosia, glysiiniä, suolaa, emulgointiainetta, lesitiiniä, vitamiini/kivennäisaineseosta, kaliumkloridia, magnesiumsulfaattia ja aromia) lisättiin sen ravintoarvon parantamiseksi. Nykyiset CR-tuotteet tarjoavat eksogeenisen IgG-lähteen (Cabral et al., 2013), valmistetaan maito-, vere- tai seerumi- tai munalähteistä (Quigley, 2004; Swan et al., 2007), mutta niiden ravintokoostumus vaihtelee johtuen eri valmistusmenettelyt (Quigley et al., 2002; Foster et al., 2006; Swan et al., 2007). Jotkut tuottajat käyttävät CR:ää, kun he eivät pysty tarjoamaan vasikoilleen riittävästi emon ternimaitoa aikana, jolloin lehmillä on sairauksia, kuten utaretulehdus, tai maidon taudinaiheuttajia, kuten Mycobacterium avium ssp. paratuberkuloosi, joka tunnetaan yleisesti nimellä Johnen tauti (Pithua et al., 2009). Äidin ternimaito voi myös olla Escherichia colin ja naudan leukoosin lähde vastasyntyneelle vasikolle, mikä voi vaikuttaa vasikan terveyteen (Cabral et al., 2013). CR-tuotteiden käyttö estää FPI:tä ja vähentää samalla taudinaiheuttajalle altistumista, koska CR:ssä on pienempi bakteeripopulaatio kuin äidin ternimaidon (McGuirk ja Collins, 2004; Foster et al., 2006). Kaiken kaikkiaan, kun ternimaitoa ei ole saatavilla tilalla, CR voisi olla vaihtoehto helpon varastoinnin ja ruokinnan valmistuksen vuoksi (Priestley et al., 2013), mutta sen ei pitäisi korvata korkealaatuisen ternimaidon vertailustandardia (Cabral et al.) ., 2013). Yksi CR-ruokinnan mahdollisista eduista on valmistuksen helppous, mikä voi johtaa nopeampaan ternimaidon ruokkimiseen kuin ternimaidon sulattamiseen joillakin tiloilla ternimaitopankista. Siitä huolimatta on keskusteltu siitä, kuinka CR-tuotteista saattaa puuttua antigeenispesifisiä vasta-aineita, jotka voivat suojata vastasyntyneitä tilaspesifisiltä patogeeneiltä (Swan et al., 2007), mutta raportoituja negatiivisia vaikutuksia ei ole dokumentoitu.
Useat tutkimukset (esim. Jones et al., 2004; Lago et al., 2018; Lopez ym., 2020a) ovat osoittaneet, että CR voi olla vaihtoehto äidin ternimaidon syöttämiselle vastasyntyneet vasikat. Jones et ai. (2004) raportoivat, että IgG-pitoisuus veriplasmassa 24 tunnin kohdalla ei eronnut emon ternimaitoa syötetyillä vasikoilla (keskiarvo ± SD; 13,78 ± 0,39 g/l) ja vasikoilla, joille annettiin sama massa IgG:tä CR:stä (13,96 ± 0,38 g). /L). Myöskään kasvukehitysmittaukset (eli ADG, säkäkorkeus, lonkan korkeus, kehon pituus ja sydämen ympärysmitta) eivät eronneet hoitojen välillä. Siitä huolimatta on otettava huomioon, että CR:ssä läsnä olevilta immunoglobuliineilta voi puuttua suoja maatilaspesifisiä patogeenejä vastaan (Jones et al., 2004). Vaikka emon ternimaito on ensisijainen rehu, CR voi olla hyväksyttävä vaihtoehto vastasyntyneille vasikoille.
IgG-KONSENTRAATIOANALYYSI
Viitemenetelmät
Seerumin IgG-pitoisuus voidaan määrittää suorilla ja epäsuorilla menetelmillä, mutta radiaalista immunodiffuusiota (RID; suora menetelmä) ja ELISA:a (epäsuora menetelmä) on pidetty vertailustandardeina tässä analyysissä (Coons et al., 2012; Deelen et al. , 2014; Wilm et ai., 2018). Molempia näitä menetelmiä on pidetty riittävänä menetelmänä tunnistaa vasikoita, joilla on FPI (Dawes et al., 2002; Coons et al., 2012; Priestley et al., 2013). Kuitenkin Gelsinger et ai. (2015) arvioi ternimaidon ja seerumin IgG:n korrelaatiota analysoituna joko ELISA:lla tai RID:llä ja löysi heikon korrelaation RID:n ja ELISA:n välillä plasman ja lämmittämättömän ternimaidon osalta. Lisäksi Gelsinger et ai. (2015) osoittivat, että ELISA-analyysit antavat RID:hen verrattuna alhaisempia IgG-konsentraatiotuloksia, mutta suoraa vertailua molempien menetelmien välillä ei voitu tehdä. Sitä vastoin Dunn et ai. (2018) raportoivat positiivisen korrelaation näiden menetelmien välillä ternin (R2=0.83) ja seerumin IgG-pitoisuuksille (R2=0.97). Dunn et ai. (2018) suositteli myös, että RID- ja ELISA-tuloksia ei verrata suoraan, vaikka molemmat menetelmät tuottivat johdonmukaisia, toistettavia tuloksia. Kaiken kaikkiaan RID:n ainoa selkeä etu ELISAa vastaan on se, että se vaatii vähemmän laajoja laimennuksia, mikä saattaa vaikuttaa tulosten vaihteluun (Gelsinger et al., 2015b). Tämän menetelmän ovat kehittäneet Fahey ja McKelvey (1965) ja Mancini et ai. (1965) on spesifinen seerumissa oleville erilaisille proteiineille, jotka reagoivat spesifisten vasta-aineidensa kanssa. Tämän määrityksen vaikutustapa perustuu reaktioon kuopan vasta-ainesisällön ja seeruminäytteen antigeenin välillä. Näytteessä olevat proteiinit diffundoituvat kaivossa, kunnes tasapaino saavutetaan (Guidry ja Pearson, 1979). Tämän jälkeen saostumisrengas muodostuu 24 tunnin sisällä huoneenlämpötilassa. Renkaan halkaisija on verrannollinen proteiinin pitoisuuteen näytteessä (Guidry ja Pearson, 1979), ja IgG-laskenta voidaan tehdä lineaarisella regressiolla pakkauksessa olevilla standardeilla (Guidry ja Pearson, 1979; Gelsinger et ai. , 2015b). Yhteenvetona voidaan todeta, että tämä analyysi toimii diffuusion kautta antigeenin kanssa spesifisen antiseerumin kanssa, joka saostaa renkaan kuopan ympärille, kunnes tasapaino saavutetaan 24 tunnin kuluttua.
Epäsuorat menetelmät
Epäsuora menetelmä, jota käytetään laajalti, on seerumin kokonaisproteiinin (STP) mittaus refraktometrialla, joka antaa arvion IgG:stä seerumin kokonaisproteiinista (Deelen et al., 2014; Thornhill et al., 2015; Elsohaby et al. ., 2019). Seerumin kokonaisproteiinia on pidetty hyvänä IgG-konsentraation indikaattorina vasikan sairastuvuuden ennustamisessa (Naylor ja Kronfeld, 1977; Naylor et ai., 1977; Tyler et ai., 1996; Weaver et ai., 2000). Tätä menetelmää on käytetty laajalti epäsuorana mittauksena FPI- ja IgG-pitoisuuden ennustamiseen, koska se mittaa kokonaisproteiinin. Immunoglobuliinit muodostavat suuren osan vastasyntyneen vasikan verenkierrossa olevasta kokonaisproteiinista, mikä antaa riittävät arviot, koska seerumin ei-immunoglobuliiniproteiinit pysyvät vakioina (Calloway et al., 2002). STP:n ja IgG:n korrelaatio voi vaihdella CR:llä ruokituilla vasikoilla. Tämän vaihtelun on katsottu johtuvan erilaisista IgG:n ja kokonaisproteiinin suhteista, joita esiintyy äidin ternimaiossa ja CR:ssä, mikä vaikuttaa kokonaisproteiinin arvioihin refraktometrillä (Quigley et al., 2002). Kaiken kaikkiaan IgG:n ja proteiinin keskimääräinen suhde äidin ternimaiossa vaihtelee välillä 400-500 mg/g (Quigley et ai., 2002).
Vaikka Wilm et ai. (2018) totesi, että STP korreloi voimakkaasti RID: n kanssa, Quigley et al. (2002) ja Lago et ai. (2018) ovat maininneet, että CR-tuotteille ruokittujen vasikoiden STP-mittauksissa saattaa olla virheellisiä arvioita FPI:n tunnistamiseksi. Lopez et ai. (2020a) havaitsivat, että keskimääräiset STP-tasot vasikoilla, joita ruokittiin vähäkaseiinipitoisella CR:llä, olivat FPI-kynnyksen 5,2 g/dl alapuolella, vaikka niiden seerumin IgG:n keskiarvo oli yli 10 mg/ml. Samoin Quigley et ai. (2002) ja Lago et ai. (2018) ovat havainneet alhaisen STP:n, kun vasikoita ruokittiin CR:llä. Tämä viittaa siihen, että vasikat saavuttavat silti riittävät seerumin IgG-pitoisuudet, vaikka niiden STP on alhainen aina, kun niille ruokitaan vähän kaseiinia sisältävää CR:ää. Lopez et ai. (2020a) ehdotti, että uusia STP-katkaisupisteitä tulisi käyttää FPI:n tunnistamiseen tarkemmin CR:llä ruokituilla vasikoilla, erityisesti herapohjaisella CR:llä. Lopez et ai. (2020a) ja Quigley et ai. (2002) raportoivat, että STP:n raja-arvo 4,2 g/dl ennustaa paremmin seerumin IgG-pitoisuutta 10 mg/ml, kun vasikoita ruokitaan CR:llä. Kaiken kaikkiaan tarvitaan lisää tutkimusta, jotta FPI tai SPI voidaan luokitella oikein CR-tuotteissa ruokituissa vasikoissa.
PASSIIVIN IMMUNIOIDEN ETOONTO
Passiivisen immuniteetin epäonnistuminen on sairaus, jota harkitaan vasikoille, joilla on seerumin IgG-pitoisuus<10 mg/mL at 24 h (Besser et al., 1991; Furman-Fratczak et al., 2011; Shivley et al., 2018). In contrast, calves with a serum IgG concentration >10 mg/ml 24 tunnin kohdalla katsotaan olevan SPI (Quigley, 2004; Lombard et ai., 2020). Lisäksi seerumin IgG-pitoisuuksien mittaamiseen 24 tunnin kohdalla STP on myös määritys, jota käytetään FPI:n määrittämiseen vasikoissa. Erilaisia STP-pitoisuuden päätepisteitä, mukaan lukien 5,0, 5,2 tai 5,5 g/dl FPI:n määrittämiseksi, on raportoitu (Tyler et ai., 1996; Donovan et ai., 1998; Priestley et ai., 2013). Kuitenkin meta-analyysi, jonka ovat suorittaneet Buczinski et ai. (2018) päätteli, että STP-rajapisteet 5,2 tai 5,5 g/dl ovat sopivimmat FPI:n mittaamiseen. Burzynski et ai. (2018) suositteli, että kynnysarvo 5,5 g/dl voisi minimoida väärien negatiivisten osuuden. Quigley et ai. (2002) totesivat, että erot ei-immunoglobuliiniproteiinipitoisuuksissa CR-tuotteiden ja äidin ternimaidon välillä vaikuttavat seerumin IgG-tasojen johdonmukaisiin ennusteisiin refraktometrialla, kun vasikoita ruokitaan CR:llä. Tuloksena pääteltiin, että arvo 4,9 g/dl oli sopivampi päätepisteeksi FTP:n määrittämiseen vasikoilla, joille on ruokittu CR:ää äidin ternimaidon sijaan. Quigley et ai. (2002) ehdottivat refraktometrian epätarkkuutta seerumin IgG-pitoisuuksien arvioimiseksi. Voidaan suositella, että nykyisiä STP-refraktometrian raja-arvoja tutkitaan edelleen FPI-määrien arvioimiseksi tiloilla. Ulkoisten tekijöiden, kuten ravitsemuksen ja ympäristön hallintastrategioiden (eli sanitaatio, asuminen ja taudinaiheuttajille altistuminen) olemassaolo voi olla haitallista vasikan terveydelle ja kehitykselle, vaikka vasikat kokisivatkin onnistuneen passiivisen siirroksen (Davis ja Drackley, 1998; Swan et al. , 2007).
IMEÄNTÄVÄ TEHOKKUUS
Imeytymisen näennäinen tehokkuus on termi, jota käytetään selittämään tehokkuutta, jolla ternin IgG imeytyy. Tämä ei ole imeytyneen IgG:n kokonaismäärän mitta; sen sijaan se on tehokkuusmitta vasikan verijärjestelmässä 24 tunnin kuluttua massasyötetyn IgG:n kokonaismäärästä. AEA:han vaikuttavat useat tekijät, mukaan lukien ternimaidon laatu (IgG-pitoisuus), ensimmäisen ruokinnan aika, ruokintatapa, vasikan sukupuoli, vasikan syntymäpaino ja nesteytystila, jotka vaikuttavat vasikan plasman tilavuuteen (Quigley et al., 1998; Godden et al. ., 2009b). Yleisesti käytetty AEA-kaava on seuraava: AEA={[syntymäpaino (kg) × 0,09 × seerumin IgG (mg/ml 24 h)] / syötetty IgG kokonaismäärä (g)} × 100 [muokattu julkaisusta Quigley and Drewry (1998), Quigley et ai. (2002) ja Saldana et ai. (2019)].
Esitetyn kaavan 0,09 arvo vastaa vastasyntyneen vasikan arvioitua plasmatilavuutta (9 % syntymäpainosta). Tämä kaava riippuu kuitenkin oletetun plasman prosenttiosuudesta. Useimmat tutkimukset perustuvat 9 prosenttiin, jota käyttivät Quigley et al. (1998), mutta muut tutkimukset ovat käyttäneet 9,9 % (Fischer et al., 2018) ja 7 % (Halleran et al., 2017).
Besser et ai. (1991) ja Davis ja Drackley (1998) mainitsivat, että vastasyntyneille vasikoille tulisi antaa vähintään 100 g IgG:tä SPI:n suorittamiseksi, mutta vasikat, joille on syötetty 100 tai jopa 110 g IgG:tä, voivat silti kokea FPI:tä. Tämän seurauksena IgG:n 100 g:n vähimmäisarvoa tulisi tutkia tarkemmin. Esimerkiksi skenaario, jonka ovat kuvanneet Quigley et ai. (2002) osoittivat, että jos vasikalle syötetään 100 g IgG:tä (olettaen, että sen AEA on 35 %, mikä on korkein arvo normaalialueella 20-35 %; Quigley ja Drewry, 1998), sillä olisi ennustettu arvo. seerumin IgG-pitoisuus 9,7 mg/ml, mikä on alle FPI:n määrittämiseen käytetyn 10 mg/ml rajan. Tämän seurauksena Quigley et ai. (2002) suositteli, että vastasyntyneelle on annettava vähintään 150-200 g IgG:tä FPI:n estämiseksi.
Kaiken kaikkiaan erinomaista ternimaidon hallintaa tarvitaan vastasyntyneiden vasikoiden riittävän kasvattamiseksi. On otettava huomioon useita tekijöitä, kuten ternimaidon koostumus ja laatu, varastointi, imeytymistehokkuus ja ruokintamenetelmä, mutta niihin rajoittumatta. Sen varmistamiseksi, syötettiinkö vasikkaa riittävä määrä IgG:tä, on tarpeen mitata suoraan vasikan seerumin IgG-pitoisuus 24 tunnin kohdalla. On kuitenkin olemassa epäsuoria menetelmiä IgG:n mittaamiseen, kuten STP, jotka voivat olla riittäviä, kun vasikoita ruokitaan emon ternimaitoa. Epäsuorat menetelmät voivat vaatia erilaisia rajapisteitä vasikoille, joille on ruokittu CR. Molemmilla menetelmillä, STP:llä tai seerumin IgG:llä, on erilaiset raja-arvot (5,2 tai 5,5 g/dl ja 10 mg/ml), jotka määrittävät, esiintyikö vasikassa SPI tai FPI ternimaidon nauttimisen jälkeen. On suositeltavaa ruokkia ternimaitoa pitoisuudella, joka on suurempi tai yhtä suuri kuin 50 mg/ml IgG:tä ja antaa se 2 tunnin kuluessa syntymästä. Tämä nopea ruokinta antaa ohutsuolelle mahdollisuuden imeä halutut proteiinit ennen sen asteittaista läpäisevyyden sulkeutumista, jonka uskotaan tapahtuvan kokonaan 24 tuntia syntymän jälkeen. Aina kun korkealaatuista ternimaitoa ei ole saatavilla välittömään ruokintaan, CR voi olla vaihtoehtoinen rehu. Näitä vaihtoehtoisia tuotteita voidaan kuitenkin pitää korvaavina aineina vain, jos ne sisältävät vähintään 100 g IgG:tä annosta kohden, eivätkä ne saa täysin korvata äidin ternimaidon normaalia ruokintaa.
YHTEENVETO
Äidin ternimaito on erittäin ravitsevaa rehua, joka on tarjottava vastasyntyneelle syntyessään. Siinä on korkea taso immunoglobuliineja, jotka ovat proteiineja, jotka kehittävät vasikan immuunijärjestelmää passiivisen siirron kautta. Ternimaidossa on erilaisia immunoglobuliineja, mutta IgG-luokka on ensisijainen immuniteetin siirtoon liittyvä. Sen varmistamiseksi, syötettiinkö vasikkaa riittävä määrä IgG:tä, seerumin IgG-pitoisuus on mitattava suoraan 24 tunnin kuluttua. IgG:n mittaamiseen on olemassa epäsuoria menetelmiä, kuten STP tai Brix-prosentti, jotka voivat olla riittäviä, kun vasikoita ruokitaan emon ternimaitoa. Kun vasikoita ruokitaan CR:llä, eri rajapisteitä voidaan tarvita, ja seerumin IgG:n mittaus olisi tarkempaa. Tekijät, kuten ternimaidon laatu, joka sisältää IgG-pitoisuuden ja bakteeritasot, auttavat määrittämään vasikan verenkierrossa 24 tunnin kuluttua löydetyn IgG-määrän. On suositeltavaa ruokkia ternimaitoa pitoisuudella, joka on suurempi tai yhtä suuri kuin 50 mg/ml IgG:tä ja antaa se 2 tunnin kuluessa syntymästä. Tämä nopea ruokinta sallii ohutsuolen imeä immunoglobuliiniproteiinit ennen sen asteittaista läpäisevyyden sulkemista; täydellinen sulkeutuminen tapahtuu 24 tuntia syntymän jälkeen. Kun korkealaatuista ternimaitoa ei ole saatavilla välittömään ruokintaan, CR voi olla vaihtoehtoinen rehu.
VIITTEET
Abuelo, A., F. Cullens, A. Hanes ja JL Brester. 2021. 2 versus 1 ternimaito-aterian vaikutus passiivisen immuniteetin siirtymisen epäonnistumiseen, vieroitusta edeltävään sairastavuuteen ja kuolleisuuteen sekä lypsyvasikoiden suorituskykyyn suuressa lypsykarjassa. Animals (Basel) 11:782. https://doi .org/10.3390/ani11030782.
Andrew, SM 2001. Ternimaidon ja Holstein-hiehojen siirtymämaidon koostumuksen vaikutus antibioottijäämätestien spesifisyyteen. J. Dairy Sci. 84:100–106. https://doi.org/10.3168/jds.S0022 -0302(01)74457-8.
Barrington, GM, TE Besser, WC Davis, CC Gay, JJ Reeves ja TB McFadden. 1997. Immunoglobuliini G1-reseptorien ilmentäminen naudan rintarauhasen epiteelisoluilla ja rintarauhasen leukosyyteillä. J. Dairy Sci. 80:86–93. https://doi.org/10.3168/jds.S0022 -0302(97)75915-0.
Barrington, GM ja SM Parish. 2001. Naudan vastasyntyneiden immunologia. Vet. Clin. North Am. Ruoka Anim. Harjoittele. 17:463–476. https:// /doi.org/10.1016/S0749-0720(15)30001-3.
Baumrucker, CR ja RM Bruckmaier. 2014. Kolostrogeneesi: IgG1-transsytoosimekanismit. J. Mammary Gland Biol. Neoplasia 19:103-117. https://doi.org/10.1007/s10911-013-9313-5.
Baumrucker, CR, AM Burkett, AL Magliaro-Macrina ja CD Dechow. 2010. Kolostrogeneesi: Immunoglobuliini G1:n massasiirto ternimaitoon. J. Dairy Sci. 93:3031–3038. https://doi.org/10 .3168/jds.{8}}.
Besser, TE, C. Gay ja L. Pritchett. 1991. Kolmen ternimaidon ruokintamenetelmän vertailu lypsyvasikoille. J. Am. Vet. Med. Assoc. 198:419-422. Besser, TE 1993. Passiivisesti hankittujen IgG1-vasta-aineiden pitoisuudet vastasyntyneen vasikan suolistoontelossa. Vet. Immunol. Immunopatoli. 38:103–112. https://doi.org/10.1016/0165 -2427(93)90116-L.
Besser, TE, AE Garmedia, TC McGuire ja CC Gay. 1985. Terni-immunoglobuliinin G1- ja immunoglobuliini M-pitoisuuksien vaikutus immunoglobuliinin imeytymiseen vasikoissa. J. Dairy Sci. 68:2033–2037. https://doi.org/10.3168/jds.S0022-0302(85)81065 -1.
Besser, TE ja CC Gay. 1994. Ternimaidon merkitys vastasyntyneen vasikan terveydelle. Vet. Clin. North Am. Ruoka Anim. Harjoittele. 10:107–117. https://doi.org/10.1016/S0749-0720(15)30591 -0.
Besser, TE, TC McGuire, CC Gay ja LC Pritchett. 1988. Toiminnallisen immunoglobuliini G (IgG) -vasta-aineen siirtyminen maha-suolikanavaan selittää IgG:n puhdistuman vasikoissa. J. Virol. 62:2234–2237. https://doi.org/10.1128/jvi.62.7.{8}}.1988.
Besser, TE ja D. Osborn. 1993. Naudan seerumin albumiinin vaikutus immunoglobuliini G1:n passiiviseen siirtoon vastasyntyneille vasikoille. Vet. Immunol. Immunopatoli. 37:321-327. https://doi.org/10.1016/0165 -2427(93)90203-G.
Blättler, U., HM Hammon, C. Morel, C. Philipona, A. Rauprich, V. Romé, I. Le Huërou-Luron, P. Guilloteau ja JW Blum. 2001. Ternimaidon ruokinta, sen koostumus ja ruokinnan kesto muokkaavat vaihtelevasti vastasyntyneiden vasikoiden suolen lisääntymistä ja morfologiaa ja ruoansulatusentsyymitoimintoja. J. Nutr. 131:1256–1263. https://doi.org/10.1093/jn/131.4.1256.
Blum, JW ja CR Baumrucker. 2008. Insuliinin kaltaiset kasvutekijät (IGF:t), IGF:ää sitovat proteiinit ja muut endokriiniset tekijät maidossa: Rooli vastasyntyneessä. Adv. Exp. Med. Biol. 606:397–422. https:// doi.org/10.1007/978-0-387-74087-4_16.
Brandon, MR, DL Watson ja AK Lascelles. 1971. Immunoglobuliinien siirtymismekanismi lehmien maitorauhasen eritteisiin. Aust. J. Exp. Biol. Med. Sci. 49:613–623. https://doi.org/10 .1038/icb.1971.67.
Brignole, TJ ja GH Stott. 1980. Imemisen ja ternimaidon pulloruokinnan vaikutus immunoglobuliinin imeytymiseen ja vasikan eloonjäämiseen. J. Dairy Sci. 63:451–456. https://doi.org/10.3168/jds .S0022-0302(80)82952-3.
Broughton, CW ja JG Lecce. 1970. Elektronimikroskooppiset tutkimukset eri ruokavalioilla ruokittujen vastasyntyneiden sikojen jejunaalepiteelista. J. Nutr. 100:445–449. https://doi.org/10.1093/jn/100.4.445.
Buczinski, S., E. Gicquel, G. Fecteau, Y. Takwoingi, M. Chigerwe ja J. Vandeweerd. 2018. Seerumin refraktometrian ja brix-refraktometrian diagnostisen tarkkuuden systemaattinen katsaus ja meta-analyysi vasikoiden passiivisen immuniteetin riittämättömän siirtymisen diagnosoimiseksi. J. Vet. Harjoittelija. Med. 32:474–483. https://doi.org/10.1111/ jvim.14893.
Bulgari, O., AM Caroli, S. Chessa, R. Rizzi ja C. Gigliotti. 2013. D-vitamiinin vaihtelu lehmänmaidossa ja vuorovaikutus -laktoglobuliinin kanssa. Molecules 18:10122-10131. https://doi.org/10 .3390/molecules180910122.
Burgstaller, J., T. Wittek ja GW Smith. 2017. Kutsuttu arvostelu: Vasikoiden vatsan tyhjeneminen ja sen mahdollinen vaikutus ruoansulatuskanavan sairauksiin. J. Dairy Sci. 100:17–35. https://doi.org/10 .3168/jds.{6}}.
Bush, LJ, MA Aguilera, GD Adams ja EW Jones. 1971. Terni-immunoglobuliinien imeytyminen vastasyntyneillä lypsyvasikoilla. J. Dairy Sci. 54:1547–1549. https://doi.org/10.3168/jds.S0022 -0302(71)86063-0.
Bush, LJ ja TE Staley. 1980. Terniperäisten immunoglobuliinien imeytyminen vastasyntyneillä vasikoilla. J. Dairy Sci. 63:672–680. https://doi .org/10.3168/jds.S0022-0302(80)82989-4.
Butler, J., B. Larson ja V. Smith. 1974. Immunoglobuliinit maitorauhasen eritteiden imetyksen aikana. Iowa State University Press. Butler, JE 1969. Bovine immunoglobulins: A Review. J. Dairy Sci. 52:1895–1909. https://doi.org/10.3168/jds.S0022-0302(69)86871 -2.
Butler, JE 1983. Bovine immunoglobulins: An Augmented Review. Vet. Immunol. Immunopatoli. 4:43–152. https://doi.org/10.1016/ 0165-2427(83)90056-9.
Cabral, RG, MA Cabral, CE Chapman, EJ Kent, DM Haines ja PS Erickson. 2014. Ternimaidonkorvikkeen ruokintaohjelma, natriumbikarbonaatin ja maidonkorvikkeen lisäys: Yhdistelmävaikutukset immunoglobuliini G:n imeytymistehoon vastasyntyneillä vasikoilla. J. Dairy Sci. 97:2291–2296. https://doi.org/10.3168/ jds.{6}}.
Cabral, RG, CE Chapman ja PS Erickson. 2013. Katsaus: Ternimaitolisät ja -korvajat lypsyvasikoille. Prof. Anim. Sci. 29:449–456. https://doi.org/10.15232/S1080-7446(15)30265-5.
Calloway, CD, JW Tyler, RK Tessman, D. Hostetler ja J. Holle. 2002. Refraktometrien ja testipäätepisteiden vertailu seerumin proteiinipitoisuuden mittauksessa vasikoiden passiivisen siirtotilan arvioimiseksi. J. Am. Vet. Med. Assoc. 221:1605–1608. https://doi.org/10.2460/javma.2002.221.1605.
Chigerwe, M., JW Tyler, JR Middleton, JN Spain, JS Dill ja BJ Steevens. 2008. Neljän menetelmän vertailu lypsylehmien ternaalisen IgG-pitoisuuden arvioimiseksi. J. Am. Vet. Med. Assoc. 233:761-766. https://doi.org/10.2460/javma.233.5.761.
Comline, RS, HE Roberts ja DA Titchen. 1951. Ternimaidon globuliinin imeytymisreitti vastasyntyneessä eläimessä. Nature 167:561–562. https://doi.org/10.1038/167561a0.
Konstaapeli, PD, W. Grünberg ja L. Carstensen. 2009. Kahden oraalisen nesteytysliuoksen vertailevat vaikutukset maidon hyytymiseen, pohjukan luminaaliseen pH-arvoon ja abomasaalisen tyhjennysnopeuteen imettävissä vasikoissa. J. Dairy Sci. 92:296–312. https://doi.org/10.3168/jds.{6}}.
Coons, DM, KA Thompson, N. Lamberskiand ja M. Chigerwe. 2012. Kvantitatiivinen epäsuora ELISA-pohjainen menetelmä seerumin IgG:n mittaamiseen springbok-vasikoilla. Int. J. Appl. Res. Vet. Med. 10:142–146. Cruywagen, CW, GJ Brisson ja HH Meissner. 1990. Kaseiinijuustomassaa muodostava kyky ja maidonkorvikekomponenttien epätasainen retentio nuorilla vasikoilla. J. Dairy Sci. 73:1578–1585. https://doi .org/10.3168/jds.S0022-0302(90)78828-5.
Cummins, C., DP Berry, JP Murphy, I. Lorenz ja E. Kennedy. 2017. Ternimaidon säilytysolosuhteiden vaikutus lypsyhiehon seerumin immunoglobuliini G-pitoisuuteen ja vieroitusta edeltävään terveyteen ja kasvunopeuteen. J. Dairy Sci. 100:525–535. https://doi .org/10.3168/jds.{6}}.
Cuttance, EL, W. Mason, R. Laven ja C. Phyn. 2019. Passiivisen siirron epäonnistumisen ja myöhemmän kuolleisuuden, painon ja imetyksen väliset suhteet 12–36- kuukauden ikäisillä hiehoilla laitumella sijaitsevilla kausipoikivilla maitotiloilla Uudessa-Seelannissa. Vet. J. 251:105348. https://doi.org/10.1016/j.tvjl.2019.105348.
Lypsyvasikan ja hiehon yhdistys. 2010. Kultastandardit. Käytetty 23. heinäkuuta 2021. http://haasnutrition.com/wp-content/uploads/ 2015/09/DCHA_GoldStandards_korkearesoluutioinen_122016.pdf.
Davenport, DF, JD Quigley III, JE Martin, JA Holt ja JD Arthington. 2000. Kaseiinin tai heraproteiinin lisääminen ternimaitoon tai ternimaitolisätuotteeseen IgG:n imeytymisen vuoksi vastasyntyneillä vasikoilla. J. Dairy Sci. 83:2813–2819. https://doi.org/10.3168/jds .S0022-0302(00)75180-0.
Davis, CL ja JK Drackley. 1998. Nuoren vasikan kehitys, ravinto ja hoito. Voi. Ames. Iowa State University Press. Dawes, ME, JW Tyler, D. Hostetler, J. Lakritz ja R. Tessman. 2002. Kaupallisesti saatavan immunotestin arviointi vasikoiden passiivisen siirtymisen riittävyyden arvioimiseksi. J. Am. Vet. Med. Assoc. 220:791-793. https://doi.org/10.2460/javma.2002.220.791.
Deelen, SM, TL Ollivett, DM Haines ja KE Leslie. 2014. Brix-refraktometrin arviointi seerumin immunoglobuliini G-pitoisuuden arvioimiseksi vastasyntyneillä lypsyvasikoilla. J. Dairy Sci. 97:3838–3844. https://doi.org/10.3168/jds.{6}}.
DeNise, SK, JD Robison, GH Stott ja DV Armstrong. 1989. Passiivisen immuniteetin vaikutukset myöhempään tuotantoon lypsyhiehoilla. J. Dairy Sci. 72:552–554. https://doi.org/10.3168/ jds.S0022-0302(89)79140-2.
Desjardins-Morrissette, M., JK van Niekerk, D. Haines, T. Sugino, M. Oba ja MA Steele. 2018. Putki- ja pulloruokintaternimaidon vaikutus immunoglobuliini G:n imeytymiseen, vatsan tyhjenemiseen ja plasman hormonipitoisuuksiin vastasyntyneillä vasikoilla. J. Dairy Sci. 101:4168–4179. https://doi.org/10.3168/jds.{7}}.
Devery, JE, CL Davis ja BL Larson. 1979. Immunoglobuliinin IgG1 endogeeninen tuotanto vastasyntyneillä vasikoilla. J. Dairy Sci. 62:1814–1818. https://doi.org/10.3168/jds.S0022-0302(79)83504 -3.
Dewell, RD, LL Hungerford, JE Keen, WW Laegreid, DD Griffin, GP Rupp ja DM Grotelueschen. 2006. Vastasyntyneiden seerumin immunoglobuliini G1 -pitoisuuden yhdistäminen naudan vasikoiden terveyteen ja suorituskykyyn. J. Am. Vet. Med. Assoc. 228:914–921. https://doi.org/10.2460/javma.228.6.914.
Donovan, GA, IR Dohoo, DM Montgomery ja FL Bennett. 1998. Passiivisen immuniteetin sekä sairastuvuuden ja kuolleisuuden väliset yhteydet lypsyhiehoissa Floridassa, Yhdysvalloissa. Ed. Vet. Med. 34:31–46. https://doi.org/10.1016/S0167-5877(97)00060-3.
Dunn, A., C. Duffy, A. Gordon, S. Morrison, A. Argűello, M. Welsh ja B. Earley. 2018. Yhden radiaalisen immunodiffuusio- ja ELISA-testin vertailu immunoglobuliini G:n kvantifiointiin naudan ternimaitossa, maidossa ja vasikan seerumissa. J. Appl. Anim. Res. 46:758–765. https://doi.org/10.1080/09712119.2017.1394860.
Elizondo-Salazar, JA, BM Jayarao ja AJ Heinrichs. 2010. Naudan ternimaidon lämpökäsittelyn vaikutus bakteerien määrään, viskositeettiin ja immunoglobuliini G -pitoisuuteen. J. Dairy Sci. 93:961-967. https://doi.org/10.3168/jds.{7}}.
Elizondo-Salazar, JA, CM Jones ja AJ Heinrichs. 2011. Ternimaidon ruokinta ruokatorven syöttimellä ei vähennä immunoglobuliini G:n imeytymistä vastasyntyneillä lypsyhiehovasikoilla. Prof. Anim. Sci. 27:561–564. https://doi.org/10.15232/S1080-7446(15)30539-8.
Elsohaby, I., JT McClure, M. Cameron, LC Heider ja GP Keefe. 2017. Naudan ternimaidon laadun nopea arviointi: Kuinka luotettavia ovat lähetysinfrapunaspektroskopia sekä digitaaliset ja optiset refraktometrit? J. Dairy Sci. 100:1427–1435. https://doi.org/ 10.3168/jds.{6}}.
Elsohaby, I., JT McClure, LA Waite, M. Cameron, LC Heider ja GP Keefe. 2019. Seerumi- ja plasmanäytteiden käyttö passiivisen immuniteetin siirtymisen epäonnistumisen arvioimiseksi lypsyvasikoissa. J. Dairy Sci. 102:567–577. https://doi.org/10.3168/jds.{6}}.
Fahey, JL ja EM McKelvey. 1965. Seerumin immunoglobuliinien kvantitatiivinen määritys vasta-aine-agar-maljoilla. J. Immunol. 94:84. Fischer, AJ, Y. Song, Z. He, DM Haines, LL Guan ja MA Steele. 2018. Ternimaidon syöttämisen viivästymisen vaikutus passiiviseen siirtoon ja suoliston bakteerikolonisaatioon vastasyntyneillä urospuolisilla holstein-vasikoilla. J. Dairy Sci. 101:3099–3109. https://doi.org/10.3168/jds.{10}}.
Fischer-Tlustos, AJ, K. Hertogs, JK van Niekerk, M. Nagorske, DM Haines ja MA Steele. 2020. Oligosakkaridipitoisuudet ternimaidon, siirtymämaidon ja kypsän maidon alku- ja monisikijöillä holstein-lehmien ensimmäisen laktaatioviikon aikana. J. Dairy Sci. 103:3683–3695. https://doi.org/10.3168/jds.{8}}.
Foley, JA ja DE Otterby. 1978. Ylijäämän ternimaidon saatavuus, varastointi, käsittely, koostumus ja ruokintaarvo: Katsaus. J. Dairy Sci. 61:1033–1060. https://doi.org/10.3168/jds.S0022 -0302(78)83686-8.
Foster, DM, GW Smith, TR Sanner ja GV Busso. 2006. Seerumin IgG- ja kokonaisproteiinipitoisuudet lypsyvasikoilla, joita ruokittiin kahdella ternimaidon korvaustuotteella. J. Am. Vet. Med. Assoc. 229:1282–1285. https://doi.org/10.2460/javma.229.8.1282.
Frenyo, VL, JE Butler, RA Wilson ja J. Kavanagh. 1987. Naudan IgM:n kuljetus ja aineenvaihdunta. Mol. Immunol. 24:207–219. https://doi.org/10.1016/0161-5890(87)90138-6.
Furman-Fratczak, K., A. Rzasa ja T. Stefaniak. 2011. Terni-immunoglobuliinipitoisuuden vaikutus hiehon vasikoiden seerumin terveyteen ja kasvuun. J. Dairy Sci. 94:5536–5543. https:// doi.org/10.3168/jds.{7}}.
Gelsinger, SL, SM Gray, CM Jones ja AJ Heinrichs. 2014. Ternimaidon lämpökäsittely lisää immunoglobuliini G:n imeytymistä korkea-, keski- ja huonolaatuisessa ternimaiossa. J. Dairy Sci. 97:2355–2360. https://doi.org/10.3168/jds.{9}}.
Gelsinger, SL, CM Jones ja AJ Heinrichs. 2015. Ternimaidon lämpökäsittelyn ja bakteeripopulaation vaikutus immunoglobuliini G:n imeytymiseen ja vastasyntyneiden vasikoiden terveyteen. J. Dairy Sci. 98:4640–4645. https://doi.org/10.3168/jds.{6}}.
Gelsinger, SL, AM Smith, CM Jones ja AJ Heinrichs. 2015b. Tekninen huomautus: Säteittäisen immunodiffuusion ja ELISA:n vertailu naudan immunoglobuliini G:n kvantifiointiin ternimaidossa ja plasmassa. J. Dairy Sci. 98:4084–4089. https://doi.org/10.3168/jds.{6}}.
Godden, S. 2008. Ternimaidon hallinta lypsyvasikoilla. Vet. Clin. North Am. Ruoka Anim. Harjoittele. 24:19-39. https://doi.org/10.1016/ j.cvfa.2007.10.005.
Godden, SM, DM Haines ja D. Hagman. 2009a. Immunoglobuliinien passiivisen siirron parantaminen vasikoissa. I: Kaupallisen ternimaidonkorvikkeen ruokinnan annosvaikutus. J. Dairy Sci. 92:1750–1757. https://doi.org/10.3168/jds.{6}}.